CCR5 x CXCR4

2023年，《Cell》杂志刊登了中国科学院动物研究所与北京基因组研究所科学家的一项重要研究。这项研究首次揭示了在细胞衰老过程中，由于表观遗传的失稳，内源性逆转录病毒（ERV）会被重新激活，并加剧衰老现象。研究详细阐述了衰老细胞中ERV的“程序性复活”，ERV的反转录产物激活了细胞固有的病毒防御机制，诱发炎症反应，同时触发了细胞的老化，还通过病毒颗粒传递衰老信号，影响到周围的年轻细胞。基于这些发现，科学家们提出了一种新的多维干预策略，通过阻断ERV的复活和传播来延缓衰老。这一研究不仅是病毒学领域的突破，也为表观遗传学的研究做出了重要贡献。 图 ERV如何被唤醒并导致衰老过程 来源：Liu X, Liu Z, Wu Z, et al. Resurrection of endogenous retroviruses during aging reinforces senescence[J]. Cell, 2023, 186(2): 287-304. e26. 内源性逆转录病毒形成的历史之谜 远古逆转录病毒在数百万年前入侵并整合进人类基因组的遗迹就是内源性逆转录病毒（ERV），堪称“古病毒化石”。逆转录病毒将其RNA基因组逆转录成双链DNA，并将这些新合成的DNA整合到宿主的基因组中。逆转录病毒的感染通常发生在宿主的体细胞中；但在某些情况下，逆转录病毒也可能感染宿主的种系细胞，这时，整合了两个长末端重复序列、的逆转录病毒DNA会作为宿主染色体的一部分，通过遗传传递给后代，从而形成了内源性逆转录病毒ERV。 图 逆转录病毒整合到生殖细胞的染色体中，形成内源性逆转录病毒  在漫长的历史中，经过突变和缺失等变异过程，这些被人类细胞俘获并转化为基因组中的“暗物质”，占据了大约8%的人类基因组序列，反映出逆转录病毒在人类生命的孕育和演化中的重要作用。新整合的ERV是宿主群体中的遗传新变异：大部分新的ERV插入都具有潜在的危害，通常会通过一种移除不利基因变异的自然选择过程——纯化选择被清除出宿主群体。而那些中性的逆转录病毒插入，其命运往往由随机遗传漂变所决定，可能积累破坏性的突变，最终导致它们的功能丧失或降解。如果ERV插入带来了有益的遗传变异，它们可能会通过正向选择被固定在宿主群体中，这个过程称为共同选择。 图 新的逆转录病毒插入的进化命运 来源：Zheng J, Wei Y, Han G Z. The diversity and evolution of retroviruses: perspectives from viral “fossils”[J]. Virologica sinica, 2022, 37(1): 11-18. 逆转录病毒的细胞入侵策略 逆转录病毒是如何从进入细胞到扎根细胞核的呢？2024年，《Annual Review of Virology》发表的一篇论文，以著名的逆转录病毒HIV-1为例对此进行了细致的介绍。 HIV-1 病毒有着独特的结构，它的中心是一个圆锥形的核心，包含两份RNA遗传物质，核心被双层脂质膜所包裹，膜上镶嵌着特殊的病毒蛋白gp120和gp41，外层还有MA病毒蛋白。当HIV-1靠近细胞时，它会先利用表面的gp120糖蛋白识别并粘附到细胞表面的CD4受体上，成功粘附后，gp120会改变形态，使gp41的一部分融合肽露出来，使病毒进一步与细胞表面的辅助受体CXCR4或CCR5结合。这种结合将触发一连串信号，使细胞内的肌动蛋白开始聚集，并在病毒入侵的地点形成密集的网络，有助于病毒与细胞膜的融合。 图 肌动蛋白细胞骨架对HIV-1 进入的作用 HIV-1在质膜融合后，病毒核心和MA蛋白被释放到细胞质中。进入细胞后，肌动蛋白网络会在病毒进入点附近解构，形成一个小孔，病毒核心便通过这个孔穿过细胞质。病毒核心在细胞质中解包，释放RNA基因组，由逆转录酶逆转录成双链DNA，进一步形成逆转录复合体（RTC）。RTC包含病毒DNA、逆转录酶和整合酶等关键蛋白。微管是细胞内的一种像道路一样的结构，由两种蛋白（α和β）组成，具有方向性，可以指导物质在细胞内运输。MA可以和细胞中的Kif4的蛋白质互动，帮助另一个蛋白质EB1定位到微管的正端，这是微管生长的部分。HIV-1可以模仿EB1的功能，吸引更多有助于微管稳定的蛋白如+TIP。病毒的另一个蛋白CA可以与微管上的蛋白（如MAP1和BicD2）结合，BicD2起到桥梁的作用，连接病毒核心和分子马达动力蛋白。通过BicD2的帮助，病毒核心可以利用动力蛋白在微管上进行逆行运输，从细胞边缘向细胞中心移动。病毒核心通过微管道路被运输到细胞核附近，利用细胞因子的帮助穿过核孔，最终进入细胞核内部。 图 HIV-1 沿微管定向逆行运输 HIV-1病毒把遗传物质送到细胞核是其复制过程中的一个关键步骤，但科学家们对于这一过程在非分裂细胞中是如何进行的有不同的看法。目前主要有三种模型来解释这一过程： 第一个模型认为，当HIV-1病毒通过细胞膜融合进入细胞后，它的外壳立即解体，病毒的遗传物质在细胞质中就已经开始转录成DNA。第二个模型则提出，病毒衣壳中的CA蛋白在细胞质中发生结构变化，导致衣壳部分破裂。但是，部分衣壳在到达核孔复合体（NPC）之前保持完整，并在那里完成拆卸。这个过程中，已经转录好的病毒DNA与助手蛋白一起通过核孔进入细胞核。最近的研究进展表明，病毒核心可以通过核孔复合体（NPC）进入细胞核，这在以前被认为是不可能的。第三个模型提出，完整的病毒核心带有未转录的病毒RNA，直接穿过核孔，进入细胞核后再完成逆转录和衣壳的脱落。逆转录病毒核心可能完整或几乎完整地进入细胞核，受到衣壳结构与核孔蛋白、其他核转运蛋白和核内蛋白的相互作用影响。液-液相分离现象在HIV-1早期感染过程中的核孔和细胞核内的功能也逐渐受到重视。 图 HIV-1 核进入细胞核的三种模型 来源：Osega C E, Bustos F J, Arriagada G. From Entry to the Nucleus: How Retroviruses Commute[J]. Annual Review of Virology, 2024, 11. 不同种类的逆转录病毒在早期感染阶段对细胞机制的依赖相似，但对细胞成分的具体利用方式有所不同。目前，对HIV-1以外的逆转录病毒如何调控微丝动力学，还需生物学家的进一步研究。研究者们还在探索病毒DNA如何在复杂环境中被运输到整合点，并在高密度的细胞环境中脱壳。深入地理解逆转录病毒感染细胞的策略、它们如何与细胞的伴侣蛋白结合，不仅能够提示新的抗逆转录病毒药物设计方法，还能促进对逆转录病毒感染的生物学机制的更好理解。 封面图来源：网络 版权声明/免责声明 本文为授权转载文章。 本文仅作信息交流之目的，不提供任何商用、医用、投资用建议。 文中图片、视频、字体、音乐等素材或为药时代购买的授权正版作品，或来自微信公共图片库，或取自公司官网/网络，部分素材根据CC0协议使用，版权归拥有者，药时代尽力注明来源。 如有任何问题，请与我们联系。 衷心感谢! 药时代官方网站:www.drugtimes.cn 联系方式: 电话:13651980212 微信:27674131 邮箱:contact@drugtimes.cn 为什么中国创新药企，缺少商业化能力？ 有救了！30分钟改善老花眼！箕星药业这次算是押中了 重要新政！生物制品分段生产试点工作启动 点击查看更多精彩！

摘要：慢病毒载体在基因修饰细胞疗法的兴起中发挥了关键作用，特别是T细胞疗法。Tisagenlecleucel（Kymriah）、Axicabtagene ciloleucel（Yescarta）以及最近上市的Bexucabtagene autoleucel（Tecartus）是现在商业化分发的T细胞疗法的例子，它们在成功获得EMA和FDA批准用于治疗血液癌症后，已经上市。这三种疗法都依赖于逆转录病毒载体将治疗性嵌合抗原受体（CAR）转导到T淋巴细胞中。尽管这些创新代表了充满希望的新治疗途径，但在使它们成为医疗护理中随时可用的工具方面仍存在重大障碍。本文回顾了慢病毒（LV）载体和T细胞治疗的生物学原理以及生物加工。还讨论了临床和工程的成功、不足和未来的机会。开发符合良好生产规范（GMP）的仪器、技术和协议将在LV工程化T细胞疗法的发展中发挥重要作用。 1.引言 病毒是由蛋白质外壳保护的核酸组成的传染性生物。这些微生物不能自我复制，而是依赖于它们感染的细胞，通过劫持宿主的复制机制来产生更多自己的副本。病毒通常与疾病相关，但遗传工程师重新利用了它们的生物学特性，利用它们自然的能力来修改或补充宿主细胞的遗传密码，生产出一类称为病毒载体的新的基因传递工具。伽马逆转录病毒（GRV）和慢病毒（LV）载体来源于逆转录病毒科的包膜RNA病毒，由于它们能够将遗传物质整合到宿主细胞基因组中并稳定表达外源基因，因此它们在研究和临床中得到了广泛应用，特别适合转导高度复制的细胞，如免疫细胞。嵌合抗原受体（CAR）T细胞疗法是迄今为止最成功的免疫疗法类型，也是唯一上市的基于T细胞的疗法。为了生产CAR T细胞，T淋巴细胞被遗传修饰以表达CAR受体，赋予它们识别和摧毁癌细胞的能力。CAR T细胞疗法在治疗血液癌症方面显示出了有希望的结果，特别是CD19阳性B细胞恶性肿瘤，三种产品Tisagenlecleucel（Kymriah）、Axicabtagene ciloleucel（Yescarta）和最近上市的Bexucabtagene Autoleucel（Tecartus）获得了市场授权。这些疗法的载体和细胞元素的生物加工很少同时考虑，也不一定由同一制造商生产。生物技术和制药行业越来越多地参与T细胞工程疗法和赞助临床测试，证明了这一治疗领域的快速发展。在这篇综述中，我们将介绍用于基因修饰T细胞疗法的LV载体的基本生物学原理和生物加工，以及最近的临床和工程进展。 2.慢病毒载体 2.1.生物学原理 逆转录病毒载体的两个主要类别是GRV和LV载体。两者之间的主要区别在于GRV载体只能感染分裂的细胞，而LV载体也可以感染静止的细胞。慢病毒载体已经在多种临床前应用中用于治疗遗传性疾病，如B型血友病和黄斑变性，通过体内传递。慢病毒载体也用于体外转导细胞以用于治疗应用，最先进的临床应用是CAR T细胞疗法。本综述将重点讨论LV载体在T细胞疗法开发和制造中的使用和应用。慢病毒载体来源于逆转录病毒科的病毒，最常见的是人类免疫缺陷病毒1型（HIV-1），并已用于研究和治疗应用。还开发了使用不同来源病毒的变体LV，如猴免疫缺陷病毒（SIV）、猫免疫缺陷病毒（FIV）或马传染性贫血病毒（EIAV）。LV是通过依赖逆转录病毒将其遗传物质整合到宿主细胞基因组中的自然能力，有效修饰真核细胞的手段。LV可以被修改以携带高达10 kb的基因，并稳定转导感兴趣的基因，通常被称为“表达盒”。LV基因组编码三个结构基因，在野生型病毒和工程载体中发挥相同功能。这三个基因是群特异性抗原（gag）、聚合酶（pol）和包膜（env）。gag基因编码病毒的结构蛋白，包括基质蛋白、衣壳蛋白和核衣壳蛋白。这些蛋白是蛋白质骨架的一部分，作为病毒RNA基因组的保护层。pol序列编码病毒复制周期所必需的酶功能。这包括蛋白酶，它将HIV未成熟蛋白切割成成熟的功能性蛋白；逆转录酶（RT），将病毒基因组单链RNA（ssRNA）逆转录成双链DNA（dsDNA）；整合酶，它切割宿主基因组DNA以整合病毒dsDNA。env序列编码包膜蛋白，负责HIV细胞进入和通过与目标受体的相互作用来确定嗜性。包膜蛋白复合体是由env编码的两种蛋白gp120和gp41形成的异二聚体。Gp120和gp41通过从包膜膜突出的域与它们的靶标受体CD4、CCR5和CXCR4相互作用。此外，HIV基因组编码调节元件Tat和Rev和辅助蛋白Nef、Vpr、Vif和Vpu。虽然调节元件对HIV复制是必需的，但辅助蛋白增强病毒复制，并与体内的致病性相关。最后，HIV基因组编码参与如核输出、包装和基因表达等功能的基本序列。Rev-Response Element（RRE）与Rev相互作用，允许在病毒复制期间未剪接和单剪接HIV RNA的核输出。HIV DNA基因组由两个在病毒RNA逆转录过程中产生的长末端重复（LTR）序列所包围，对病毒基因组整合到宿主细胞DNA和病毒基因组表达至关重要。LV是通过将逆转录病毒基因组的组件组合成重组质粒DNA（pDNA）而开发的。然后可以将pDNA转染到生产细胞系中。为了增加可以包装到载体中的遗传有效载荷，抑制复制，并限制致病性，同时保留功能，对LV基因组进行了修改。第一代LV与野生型病毒基因组最为相似。为了限制创建复制能力慢病毒（RCLs）的风险，病毒基因被装载到三个单独的质粒上。该系统由包含结构gag基因和调节蛋白的包装质粒组成——包含gp160或其他替代病毒包膜的糖蛋白的包膜质粒，以修改嗜性（例如，VSV-G）——以及包含两个HIV LTRs的转移质粒。包装和env质粒不包含LTR序列和ψ包装序列，而是被巨细胞病毒（CMV）启动子所取代，以进一步防止RCLs的形成。第二代LV生产系统从包装质粒中去除了辅助蛋白Nef、Vpr、Vif和Vpu，因为这些与疾病进展、致病性和通过人类社区的传播相关，但对病毒功能如逆转录、整合或成熟不是必需的。第三代也是最新的LV生产系统修改了转移质粒的5' HIV LTR序列，并用强大的病毒启动子（如CMV或Rous肉瘤病毒（RSV）启动子）替换，允许从系统中去除tat，并进一步防止RCLs的形成。最后，Rev元素从包装质粒中移除，并装载到一个新的调节质粒上，形成了一个四质粒系统，增加了对RCL形成的安全性。所有三代LV载体及其相应的质粒系统已在图1中总结。 图1. 三代LV质粒系统。每一代LV载体都展示了其生产所需的质粒构建以及每个质粒所携带的基因。 2.2.LV生物加工 LV载体生物加工可以分为两个主要阶段，即上游加工（USP）和下游加工（DSP）。病毒载体的USP指的是病毒颗粒产生的步骤。这是通过将DNA转移到包装细胞中实现的，这些细胞被用作载体工厂。在工艺开发阶段，这通常是在2D细胞培养中完成的，并扩大到生物反应器生产，用于临床和商业生产。所使用的细胞是永生化细胞系，最受欢迎的是人胚肾细胞系HEK293T。HEK293T是一种贴壁细胞系，这在扩大规模时涉及挑战，因为大多数大规模生物反应器都适用于悬浮细胞培养。一些替代方案，如固定床生物反应器，已被提出作为有效扩大规模的解决方案。或者，为了解决这个问题，也尝试开发HEK293T细胞的悬浮变体。病毒载体生物加工从扩增生产细胞系开始，例如HEK293T细胞。然后，细胞被质粒DNA（pDNA）转染以转移LV颗粒生产所需的基因。随着它们的成熟，LV载体从生产细胞膜上出芽并释放到细胞培养基中。因此，与腺相关病毒（AAV）载体等其他非包膜载体不同，不需要细胞裂解步骤来释放颗粒。生产出的载体的DSP在收获生产细胞培养上清后开始。这种产品高度异质，包含大量的工艺和产品相关杂质。澄清步骤是为了去除聚集体和细胞碎片等大杂质，可以通过过滤或离心实现。为了在后期去除污染的核酸，这一步可能包括核酸酶消化。捕获步骤旨在保留和浓缩LV颗粒，并进一步去除工艺和产品相关杂质。可能添加中间纯化步骤以交换LV缓冲液、浓缩产品或去除特定杂质。然后是抛光步骤，以去除剩余的杂质，这些杂质通常由于与LV载体的物理性质相似而最难从最终产品中分离。捕获和抛光步骤可以通过多种下游加工技术的组合来实现，可能包括超离心、超滤/透析（UF/DF）、切向流过滤（TFF）、液相色谱或无菌过滤。最后一步或填充完成步骤包括LV载体的最终配方，可能包括缓冲液交换、无菌过滤、冷冻保存或添加辅料。大规模LV生物加工的一个例子在图2中展示。 图2. 用于GMP级LV载体生产的端到端上游和下游生物加工示例。这个图描述了Oxford Biomedica（英国牛津）为其GMP级慢病毒载体生产而申请专利的生物加工过程，该过程使用了他们悬浮适应的、无血清的HEK293T生产细胞系。这个过程包括一个依赖于丁酸钠的可诱导质粒系统。每批产品都单独冷冻保存和储存，直到生产出足够的材料，然后合并、过滤和浓缩以进行最终配方。 3.基因修饰T细胞疗法  3.1.生物学原理  T淋巴细胞在免疫中的一个作用是检测和摧毁被有害病原体感染的细胞。在感染期间，T细胞可以在呈递特定传染病原的免疫原部分，称为抗原时，检测到外来病原体。这种激活是通过T细胞受体（TCR）介导的，由CD3受体和CD4或CD8共受体组成。CD4共受体由辅助T细胞在与抗原呈递细胞相互作用时使用，以激活它们的细胞因子释放功能，这促进了其他免疫细胞的招募和激活，而CD8共受体由细胞毒性T细胞用来激活它们的细胞杀伤功能。其他共受体，包括OX40、CD28和4-1BB，增强了细胞功能，如增殖、细胞因子产生和细胞存活。一旦激活，T细胞将开始快速分裂，产生促炎因子并激活其细胞毒性功能以摧毁感染细胞。当感染解决后，由克隆扩展产生的激活T细胞群将变得筋疲力尽、衰老，并最终经历凋亡。这个过程只留下一小部分持久的记忆细胞，能够检测到相同的抗原并经历快速的克隆扩展，随后分化以产生强大和特定的适应性免疫反应。 在胸腺中的成熟过程中，识别自身肽段的T细胞被移除，以防止自身免疫反应。癌症细胞中存在的遗传和表观遗传修饰导致细胞功能如代谢、增殖、DNA修复、凋亡、运动和附着的失调。免疫系统有能力检测到这些因素中的一些，并利用其杀伤功能来根除癌细胞。肿瘤微环境（TME）的修饰也可以是免疫系统的潜在靶标，因为TME的特征与健康周围组织明显不同。被吸引到TME并渗入肿瘤的淋巴细胞被称为肿瘤浸润淋巴细胞（TIL）。这些免疫细胞的存在与癌症患者的更好预后和缓解机会相关，它们已在临床上用于自体细胞治疗。然而，癌细胞源自受损或突变的健康细胞，因此对免疫系统来说可能很难检测。 嵌合抗原受体或CAR是一种能够结合目标抗原的工程TCR。CAR可以被引入T淋巴细胞中，以产生具有检测特定抗原能力的CAR T细胞。CAR由人类IgG抗体的单链可变片段（scFv）组成。已经开发了三代CAR：第一代是与CD3信号结合的scFv片段，以促进CAR T细胞的细胞毒性活性。第二代还包含一个CD28信号，以促进目标结合后的细胞增殖和细胞因子产生。第三代CAR增加了4-1BB和OX40区域，以促进细胞存活并延长CAR T细胞体内的持久性。最近开发了第四代，并包含特定的细胞因子信号，使CAR T细胞对TME的免疫抑制效应产生抗性，并进一步提高它们体内的寿命。 3.2.T细胞疗法生物加工 两种主要的方法已经从T细胞过继疗法中出现，依赖于两种不同的来源材料。异体方法依赖于来自“通用”来源的细胞，采取一种一刀切的策略。自体方法依赖于直接从患者体内获取的细胞，用于个性化医疗类型的治疗。所有商业上可用的T细胞过继疗法都依赖于自体原则，因为异体方法由于HLA分型和干细胞技术的早期发展而被证明难以开发。 对于大多数商业上可用或在临床开发中的CAR T细胞疗法来说，细胞是通过白细胞分离术或白细胞分离术从患者的外周血单个核细胞(PBMCs)中分离出来的。这种材料包含大量免疫细胞，包括B细胞、巨噬细胞、单核细胞、NK细胞和T细胞。第一个制造步骤是从PBMCs中分离出T细胞亚群，这可以通过磁性珠选择或选择性扩增来完成。磁性选择是指将磁性珠与抗体结合，这些抗体与目标T细胞群体结合，当通过磁性柱时可以分离出来。对于CAR T细胞的开发，可以使用抗CD3或抗CD4和抗CD8抗体的组合来选择T淋巴细胞。选择后，细胞通常在培养基中休息数小时。然后可以使用含有CAR盒的病毒载体转导细胞。这一步允许将CAR基因引入细胞，以产生完全功能的CAR T细胞。病毒转导的替代方法是转染。T细胞可以通过化学转染，使用聚乙烯亚胺(PEI)等转染化学试剂，或通过电穿孔，使用电流在细胞膜上形成孔隙，使pDNA进入细胞来进行转染。这些方法需要大量的pDNA，因为它们是在扩增阶段的末端进行的，涉及更多的细胞数量，因此在治疗应用中使用有限。 在生产用于治疗应用的CAR T细胞时，可以通过四种主要类型的遗传物质转移来实现基因传递：将基因稳定整合到宿主T细胞基因组DNA中；非整合的瞬时转移，转基因DNA作为环状体存在；病毒载体介导的转导；和非病毒转导。为了达到治疗患者所需的细胞治疗剂量，细胞在培养中被保留并允许扩增。为了刺激T细胞扩增，使用与单克隆抗体结合的珠子激活细胞，这些抗体针对CD3和CD28 T细胞受体。激活后的细胞可以在生物反应器中培养，这提供了在封闭系统中扩增细胞的可能性，中等规模，并在整个过程中进行采样和监测，以控制产品质量。 CAR T细胞疗法的开发面临一些挑战，包括细胞扩增不良、体内寿命短以及治疗患者的重大副作用。获得足够的目标T细胞以提供功能性治疗是主要挑战之一。用于临床前药物开发的材料通常来自健康捐赠者，而临床使用的材料来自接受过包括化疗、放疗、免疫疗法或所有这些组合的严酷治疗方案的晚期癌症患者。因此，临床使用的材料质量较差，变异性较高。最后，从处于危急状态的患者中采样免疫细胞将对他们的健康和生存机会产生重大影响。因此，有效的细胞扩增技术对于将CAR T细胞疗法从“实验室到床边”至关重要。 尽管取得了很大成功，但CAR T细胞疗法已被证明存在重大安全挑战。这是因为CAR T细胞可能触发称为细胞因子释放综合征(CRS)或“细胞因子风暴”的免疫反应级联反应。CRS是由T细胞的组成性过度激活引起的，导致大量促炎因子的释放，激活更多免疫细胞进入正反馈循环。CRS症状包括高烧、癫痫发作、器官衰竭、低血压和全身性炎症反应，可能导致死亡。 4.LV载体技术在T细胞工程中的应用  4.1.引言  LV载体是体外研究和开发的成熟技术，最近它们在临床应用中越来越受欢迎。事实上，LV临床应用的安全性和有效性已经为许多临床试验所证明，一些产品已经获得市场授权。图3描述了生产商业上可用的自体疗法所用的制造过程。然而，需要解决CRS、神经毒性和总体成本等挑战，以使T细胞过继疗法成为一种广泛可及的治疗。开发符合良好生产规范(GMP)的仪器、技术和技术对于LV工程化T细胞疗法的开发至关重要。在本节中，我们将介绍LV载体技术在T细胞工程中的一些应用。以下讨论了目前可用的CAR T细胞疗法、旨在将LV应用整合到T细胞工程中的技术、基于LV的T细胞疗法开发研究和开发工具、使用LV修饰的供体T细胞的异体方法以及CAR T细胞疗法的替代品。 图3. 病毒载体和自体CAR T细胞疗法生物加工。 病毒载体生物加工始于生产细胞系的扩增，例如HEK293T细胞。然后，细胞通过质粒DNA (pDNA) 载体进行转染。转染后，从细胞上清中收获产生的病毒颗粒。澄清步骤是为了去除大的杂质，如聚集体和细胞碎片；这一步骤可能包括核酸酶消化步骤。捕获步骤旨在保留慢病毒(LV)颗粒并进一步去除杂质。抛光步骤去除与LV载体物理性质相似的杂质。填充-完成步骤包括LV载体的最终配方。 自体CAR T细胞生物加工从通过白细胞分离术或白细胞分离术从患者中分离外周血单个核细胞(PBMCs)开始。为了从PBMCs中分离T淋巴细胞，可以引入使用抗体偶联磁性珠的富集步骤。使用抗CD3/CD28抗体偶联珠激活T细胞。激活后，使用慢病毒载体转导细胞，CAR治疗基因整合到目标T细胞基因组中，以产生完全功能的CAR T细胞。然后，在培养中扩增激活的T细胞，以达到治疗输注所需的细胞数量。然后收获细胞材料，并在-120°C下进行冷冻保存。然后将材料运回诊所，通过静脉输注给患者。 4.2.商业上可用的基因修饰T细胞疗法 在获得市场授权的三种CAR T细胞疗法中，brexucabtagene autoleucel (Tecartus, Kite Pharma Inc., Los Angeles, CA, USA) 和 axicabtagene ciloleucel (Yescarta, Kite Pharma Inc.) 都使用GRV载体进行转导，而 tisagenlecleucel (Kymriah®, Novartis International AG, Basel Switzerland) 使用慢病毒载体进行转导。Brexucabtagene autoleucel 和 axicabtagene ciloleucel 都使用相同的病毒载体在MSCV启动子的控制下转导转基因有效载荷。Tisagenlecleucel 使用独特的LV载体，并且转基因在EF-1a启动子的控制下。尽管目前正在对其他采用T细胞疗法的基因转移技术进行临床评估，但还没有获得市场授权，这表明逆转录病毒载体作为细胞治疗应用的基因转移工具的重要性。所有EMA和FDA批准的疗法已在表1中列出。当前的自体CAR T细胞疗法协议已建立，并在图3中展示。这种自体方法代表了商业产品的可行选择，但需要进一步改进以满足全球需求。由于成本和生产能力，目前商业上可用的LV工程化T细胞疗法仅被视为对常规化疗、放疗和免疫治疗无反应或复发的患者第二、第三或第四线治疗选择。必须同时考虑改进生产LV载体和T细胞工程所需的生物工艺和技术，以改善患者获取。为解决流程瓶颈、增强功能性和提高LV工程化T细胞疗法的安全性，已提出最近进展。 细胞和基因治疗所涉及的物流包括患者材料的采购、生产、运输、调理和药品的储存，被视为使细胞和基因治疗成为一种可行治疗解决方案的主要瓶颈之一。目前在美国进行的22天生物工艺对包括欧盟在内的其他市场构成了重大挑战，因为在收到治疗之前，患者需要两次跨越大西洋运输他们的细胞，这突显了当前自体T细胞疗法方法所面临的物流问题。为缓解这一问题，诺华公司正在增加在法国和瑞士的生产能力。 欧洲药品管理局(EMA)优先药品计划(PRIME)和美国联邦食品药品监督管理局(FDA)突破性疗法认定已开发出来，以促进在临床前研究中显示出对当前护理标准有显著改进的药品的市场批准。这三种疗法都从这种加速评估中受益，因为这些疗法对B细胞恶性肿瘤显示出高疗效，并满足了未满足的临床需求。 Tisagenlecleucel在2018年获得了FDA和EMA的批准，用于治疗套细胞淋巴瘤(MCL)。T淋巴细胞通过慢病毒载体进行修饰，以转导抗CD19 CAR，然后修饰后的细胞再输回患者体内。第二阶段的临床研究仍在进行中(ELIANA, NCT02435849)，结果已公布，并计划在2022年11月完成。第三阶段(BELINDA, NCT03570892)目前正在进行，但由于成功的加速批准状态，tisagenlecleucel可以在完成之前商业化。来自抗CD19 CAR T细胞方法的令人鼓舞的结果导致增加了努力以标准化实验开发协议并预测临床要求。 4.3.限制、安全性和有效性 尽管CAR T细胞疗法在治疗血液癌症方面取得了初步的临床成功，但安全性问题和提高实体肿瘤的疗效仍然是需要解决的障碍。除了将慢病毒基因分离到单独的质粒DNA构建中以避免RCL生成外，还对慢病毒载体进行了几项修改以提高安全性。一种减轻CAR T细胞输注后不良反应发展的解决方案是包含含有“自杀基因”的转基因。“自杀基因”允许通过添加一种特定化学试剂来选择性杀死CAR T细胞，这种试剂对未修饰的细胞本身无毒。这项技术已进展到临床前和临床阶段。例如，针对多发性骨髓瘤(MM)的抗SLAMF7疗法包含了一个二聚化结构域与caspase-9结构域自杀基因的融合，以减轻非靶向激活的风险，因为SLAMF7在包括NK细胞在内的健康白细胞上表达。作者已在体外和体内显示出疗效，并且通过添加二聚化剂AP1903 (利米杜西)可以消除修饰的细胞。 CAR T细胞制造的另一个相关风险是其他细胞类型与转基因的转导。单个白血病B细胞的转导导致了接受抗CD19 CAR T细胞疗法tisagenlecleucel (Kymriah)治疗的患者中耐药转基因克隆的发展。这导致了在制造过程中由于CAR治疗基因的顺式整合而掩盖了目标CD19表位。尽管这是一个罕见的事件（当时治疗的369名患者中有1名），但使用具有广泛嗜性的整合载体可能代表一个严重的安全问题。用于这种疗法的载体使用了VSV-G包膜蛋白进行假型化，这赋予了载体广泛的嗜性。建议工程化更具体的嵌合包膜蛋白作为一种解决这个问题的方法。基于麻疹包膜的嵌合蛋白能够靶向仅在T细胞上存在的CD3受体。在人源化小鼠模型中的体内数据显示了这种载体的特异性，甚至允许体内基因传递以产生功能性CAR T细胞转导。尽管需要更多的工作，但这种方法可以解决体外转导期间潜在的非靶向转导问题。 已经报道了开发不表达CD19抗原的耐药淋巴瘤B细胞，导致CAR T细胞治疗患者复发的情况。为了解决耐药癌症的发展，提出了转基因工程。已经在体外测试了将两到三个CAR构建体引入每个工程细胞，并正在进行临床研究，以防止对CAR疗法产生耐药性的出现，取得了令人鼓舞的结果。 CAR表达水平被证明影响临床结果。仔细选择和设计驱动CAR基因表达的启动子，可以提高CAR表达。CAR转基因的不同组成部分，如跨膜和铰链结构域，也显示出影响CAR表达。优化嵌合受体内细胞和外细胞结构域设计的努力正在进行中。 尽管在治疗血液癌症方面取得了初步成功，CAR T细胞疗法在治疗实体肿瘤方面遇到了障碍，并且成功率有限。实体肿瘤的物理特性以及肿瘤微环境(TME)限制了CAR T细胞有效接触和杀死癌细胞的能力。经常引用的障碍包括细胞穿透肿瘤床的困难、肿瘤内恶劣的生理条件以及癌细胞产生的免疫抑制调节蛋白。这些障碍在血液癌症中不存在，因为它们不形成实体肿瘤癌症类型中看到的大肿瘤床，从而解释了抗CD19 CAR疗法所遇到的成功。最后，为了解决遇到的局限性和安全问题，已经提出了LV和RV载体的替代品。电穿孔就是这样一种替代品，它包括通过细胞传递电流引入pDNA。电流暂时在细胞中生成孔隙，并将带负电荷的mRNA通过细胞悬浮液并进入细胞。由于这种基因转移技术的非整合性质，可以提高安全性，因为随着mRNA的降解和通过细胞分裂的稀释，转基因的表达将逐渐减少。 尽管这些技术提供了安全优势，但长期疗效仍需要在人类试验中得到证明。 4.4.开发基于LV的CAR T细胞疗法研究工具 除了作为将CAR转基因转移到T细胞中的有效和安全工具外，LV载体还被用于开发体内和体外模型。开发体外和体内模型的一个重要部分是开发表达CAR T细胞疗法靶向的肿瘤相关抗原(TAA)的靶细胞。由于患者材料是稀缺资源，并且在伦理上不能在每个研究和开发研究中使用，因此永生化细胞系已成为测试CAR T细胞在临床前研究中性能的流行癌症模型。LV载体已被用于快速修改永生化细胞系，以获得稳定的靶TAA表达，并使用修饰的细胞开发体外杀伤测定，这对于证明疗法的效力和特异性至关重要。然后可以将相同的靶细胞系重新利用并移植，以在体内产生肿瘤模型，以研究疗法的安全性和有效性。小鼠模型在CAR T细胞疗法的体内测试中发挥了重要作用，并用于测试治疗效果和安全性的不同方面。小鼠模型可以分为四类：同系免疫能力，人类异种移植，免疫能力转基因和人源化转基因。所有这些模型都注入了人类或小鼠癌细胞系，以测试CAR T细胞，并且对于理解肿瘤发展和全身对疗法的免疫反应至关重要。提供证据表明在临床前阶段开发的疗法既安全又有效，也是进入人体临床阶段的先决条件。 4.5.开发整合LV的T细胞生物工艺仪器 自体CAR T细胞疗法已被证明是有效的；然而，仍有许多挑战需要解决。生物反应器制造商一直在设计符合GMP生产要求的平台，包括在封闭系统中进行特定适应性改造，以适应T细胞生物加工，例如德国哥廷根Sartorius的ambr 250，美国马萨诸塞州剑桥Aastrom Biosciences的Replicell™系统，瑞士巴塞尔Lonza的Cocoon，以及美国科罗拉多州Lakewood Terumo BCT的Quantum细胞扩增系统。这些系统中最受欢迎的是德国Bergisch Gladbach Miltenyi的CliniMACS Prodigy生物反应器平台。它是一种一次性、完全封闭且符合GMP的T细胞工程解决方案。这个生物反应器有一个培养室，包括一个用于介质交换和配方的离心机，并且可以在较低级别的洁净室环境中操作。该平台包括病毒载体应用线，允许T细胞疗法制造商将LV转导完全整合到生产过程中。它适合自体方法，因为规模仅适应于每个仪器生产单一剂量。尽管这种解决方案不允许规模化生产，但它代表了有希望的规模化解决方案，并且可以用于分散模型，其中剂量更接近或在临床现场生产。这项技术已在I期临床试验现场使用，研究了一种针对非霍奇金B细胞淋巴瘤的双重抗CD19抗CD20 CAR T细胞疗法。14天的生产过程完全整合了使用LV载体转导抗CD19/CD20 CAR基因。在治疗的8名患者中，所有治疗剂量都通过了释放标准，超过了输注所需的细胞数量，并成功给药。这些技术可以提供提高产品质量和生产灵活性的解决方案，并且还可以降低生产成本、物流复杂性和产品变异性。 4.6.使用LV载体的CAR T细胞异体方法 自体CAR T细胞疗法已被证明是当前治疗应用的有效策略。起始细胞材料直接来自患者，减少了与移植物抗宿主病(GvHD)相关的风险。此外，材料的自体性质不会导致产生抗HLA供体特异性抗体(DSAs)，这可能限制了整个器官移植和异体T细胞的剂量数量和体内持久性。尽管自体T细胞疗法已被证明更容易开发，但主要限制使这种方法难以扩大规模，以减少生产时间和成本。起始材料的变异性加上低细胞扩增潜力使得在自体T细胞扩增期间难以实现治疗剂量。这是由于从接受多条治疗线的患者中获取的材料的性质，这些患者在接受细胞疗法之前已经符合条件。此外，材料的自体性质意味着每个剂量都特定于每个患者，这排除了任何大规模生产选项，只留下了定制的规模化选项。由于所有这些限制，人们越来越关注一种一刀切模型中的异体方法。在这种情况下，材料将来自通用来源，如基因修饰的供体T细胞、脐带血(UCB)、胎盘、永生化细胞系或诱导多能干细胞(iPSC)衍生的T细胞，为大规模生产打开了可能性。目前，只有基因修饰的供体T细胞和永生化细胞系方法已经进展到临床阶段，因为干细胞衍生的方法仍需要进一步的临床前优化。 2015年，在伦敦大奥蒙德街医院对两名儿童进行了首次异体CAR T细胞疗法的概念验证人体测试。该技术结合了使用抗CD52血清疗法的淋巴细胞清除，然后在CAR T细胞输注之前使用UCART19技术。使用慢病毒载体引入抗CD19 CAR治疗基因，并使用转录激活因子样效应核酸酶（TALEN），这是一种基因编辑工具，用于敲除供体T细胞中的CD52和TCR基因，以避免淋巴细胞清除和避免GvHD。该研究结果显示，在异体CAR T细胞输注后，两名患者在输注后28天实现了分子缓解。UCART19由Cellectis独家授权给Servier，Servier赞助了两项I期临床试验，分别于2016年开始，2020年完成。共有7名儿童和14名成人患有B细胞急性淋巴细胞性白血病。两项试验的发表结果显示，最常见的副作用是CRS（91%）和神经毒性（38%），导致两例治疗相关死亡。总体存活率为55%，无进展生存率为27%。在UCART190初步成功的基础上，Cellectis、Allogene和Servier开始研究使用TCR和CD52 KO CAR T细胞以及抗CD52重组抗体治疗复发或难治性大B细胞淋巴瘤或滤泡性淋巴瘤。异体CAR T细胞（ALLO-501）的给药是在患者自己的免疫细胞使用氟达拉滨、环磷酰胺和重组抗CD52抗体（ALLO-647）进行淋巴细胞清除后进行的。这项技术目前正在22名患者（NCT03939026）的I期、单臂、开放标签试验中进行研究。2020年在美国临床肿瘤学会上提出的初步数据显示，ALLO-501和ALLO-647在19名患者中有12名（63%）产生了客观反应率（ORR），其中37%的有反应患者完全反应（CR）。 尽管异体T细胞供体方法显示出有希望的结果，但仍然需要更多的步骤来敲除或抵消可能引起GvHD的免疫原性T细胞生物学特征。将LV载体技术整合到最先进的异体CAR T细胞疗法生物工艺中，进一步证明了这种方法在T细胞工程中基因转移的相关性。如果正在进行的临床试验获得市场批准，对临床级LV载体的需求和全球供应的压力将进一步增加。这突显了改进工艺和技术以增加T细胞工程LV载体的生产和质量的必要性。 4.7.稳定生产慢病毒载体以满足载体需求增长 为了满足全球需求，已投入努力改进当前的LV生物加工协议，并开发技术以增加生产。大型制药公司一直在投资研究和开发旨在解决瓶颈的技术。一个主要限制是使用HEK293T细胞系生产的LV载体的规模。尽管这种HEK293T粘附细胞与质粒DNA LV系统的瞬时转染可以实现高滴度，但这种细胞系的粘附性质代表了传统规模扩大解决方案（如搅拌罐生物反应器生产）的障碍。近年来，人们尝试解决这种生产方法提出的几个瓶颈。已建议使用专用包装细胞系稳定生产LV载体，作为减少瞬时生产模型中需要大量GMP级质粒DNA的成本的潜在解决方案。在稳定包装细胞系（PCL）中，LV生产所需的病毒基因被稳定地转导到PCL基因组中。可以选择高滴度产生克隆进行载体生产。这种方法已经显示出一些令人鼓舞的结果，尽管与瞬时转染相比滴度仍然较低是一个主要障碍。除了稳定的PCL外，还建议开发HEK 293T细胞的悬浮变体作为替代方案。最近，Chen等人（2020年）在他们的细胞系中结合了悬浮和稳定方面，使用单一稳定转染构建体产生与瞬时转染系统相当的LV滴度。这项技术在搅拌罐生物反应器中进行了测试，提供了扩大生产的潜力；CAR T细胞疗法被引用为潜在应用之一。这项技术最初由意大利米兰的Telethon基因治疗研究所（TIGET）和美国旧金山的Cell Genesys开发，并在罕见疾病战略联盟下转让给GlaxoSmithKline，并获得了专利（专利号PCT/EP2016/078336），概述了未来商业化的潜力。 4.8.针对CAR T细胞疗法应用的专用慢病毒技术 除了提高LV载体的全球生产能力外，为CAR T细胞应用开发专用LV颗粒还可以改善疗法生物加工和生物功能。当使用LV载体进行基因传递时，激活T细胞对于实现高效率的转导至关重要。T细胞的激活还利用了免疫细胞在对抗原反应时自然克隆扩增的能力。T淋巴细胞的这种生物学特性被用来从通过白细胞分离术获得的初始样本中产生足够数量的细胞以治疗患者。这个过程通常使用与抗CD3和抗CD28抗体结合的磁性或聚合物珠子进行，如表2所示。LentiSTIM和RetroSTIM技术（专利号PCT/GB2016/050537）已经开发出来，结合了CAR T细胞的转导和激活。在LV载体从生产细胞出芽时，一些细胞蛋白被携带在病毒包膜上[144]。这种LentiSTIM颗粒是在表达抗CD3和抗CD28膜结合有丝分裂原的细胞系中产生的，随后在LV包膜从生产细胞膜出芽时出现在LV包膜上。同样的方法也被用来在LV包膜上表达生物素基团，以改善下游纯化。这项技术通过减少所需的试剂和工艺步骤以及提高载体纯度，简化了CAR T细胞的生产。 4.9.使用慢病毒技术替代CAR T细胞疗法的方法 TCR T细胞疗法是针对恶性肿瘤的CAR转导T细胞的替代品。这种疗法不是依赖于嵌合抗原受体，而是依赖于修改过的T细胞受体。T细胞被设计为表达具有特定亲和力针对目标抗原的TCR，这种疗法的生产过程与CAR T细胞疗法相同。TCR T细胞的主要优势是，工程化受体使用与未修饰T细胞相同的激活和免疫途径，从而降低了CRS和神经毒性的风险。Adaptimmune Therapeutics, PLC是特定肽增强亲和力受体（SPEAR）技术的拥有者，目前正在赞助或授权几项临床试验，用于治疗实体瘤癌症。SPEAR T细胞包含优化的TCR，并使用编码TCR转基因的慢病毒载体进行生产。首个完成的II期试验是由GlaxoSmithKline赞助的“重定向自体T细胞治疗晚期骨髓瘤”试验（NCT01352286），在第42天有20/25名患者（80%）达到客观反应率（ORR），1年后有11/25名患者（44%）。SPEAR T细胞也在Adaptimmune赞助的II期SPEARAD 1（NCT04044768）和2（NCT04408898）试验中进行临床测试，研究ADP-A2M4疗法治疗滑膜肉瘤、黏液性脂肪肉瘤和头颈癌。重新定向用于通用细胞因子介导杀伤或TRUCKs是另一种替代CAR的受体类型。有时被称为第四代CAR T细胞，TRUCKs已经开发出来，通过细胞因子释放改善CAR T细胞在实体瘤中的效力。当CAR与其目标抗原结合时，基因修饰的T细胞会释放特定的细胞因子，从而抵消肿瘤微环境（TME）的免疫抑制作用。TRUCKs目前正在进行临床研究，并可以提供改善实体瘤中CAR活性的答案。例如，针对转移性结直肠癌的抗EGFR-IL12-CART目前正在进行测试（NCT03542799）。已经开发了特定的慢病毒技术，使用单一慢病毒构建体转导所有生产完全功能的TRUCK所需的元素，进一步提高了这类基于T细胞的免疫疗法的吸引力。 除了嵌合抗原受体的替代品外，还考虑了新的T细胞亚群作为新的潜在治疗细胞。在新的候选细胞中，γδ T细胞、自然杀伤T（NKT）和调节性T（Treg）细胞被建议作为细胞过继治疗和慢病毒技术的有前景的替代细胞类型。γδ T细胞占CD3+ T细胞群体的1-10%。它们是一种高度保守的免疫细胞类型，已经显示出对过继T细胞治疗应用的吸引力。这些包括它们强大的移植物抗肿瘤（GVT）活性以及与异体移植的低GVHD潜力。一项追踪108名癌症患者在接受HSCT后长达3个月的免疫剖面的研究显示，高水平的γδ T细胞与显著更高的总生存率和无复发生存率相关。已经发布和开发了使用慢病毒载体培养和转导γδ T细胞的协议和专利，以包括未来生产的适应性，如无血清培养基培养。一些研究已经进展到I期测试，例如IN8BIO Inc.技术NC200临床试验研究使用慢病毒修饰的γδ T细胞靶向成人胶质母细胞瘤（GBM）。不变自然杀伤T细胞或iNKT细胞也被认为是CAR T细胞治疗的有前景的T细胞亚群。与γδ T细胞一样，它们是T细胞的罕见亚群，占循环PBMCs的不到1%。它们在免疫调节中发挥重要作用，并且已经显示出强大的抗肿瘤活性。iNKT的一个显著优势是能够在不引起GVHD的情况下移植它们，使它们成为“现成”应用的强有力候选者。iNKT细胞已在多项临床试验中使用，包括针对神经母细胞瘤等实体瘤的疗法。使用GRV载体将抗GD2 CAR构建体转导到iNKT细胞中，以靶向神经母细胞瘤。临床前数据对显示体内有效性且无显著毒性，这导致了临床阶段的进展。正在进行的I期临床研究调查CAR iNKTs称为GINAKIT细胞（NCT03294954）与抗体疗法联合治疗复发或难治性高危神经母细胞瘤在1至21岁患者中的有效性。iNKTs也在针对血液癌症的测试中，例如，针对复发、难治、高危B细胞肿瘤的抗CD19 CAR-iNKT疗法目前正在I期试验中（NCT04814004）。 调节性T细胞或Tregs是CD4阳性T细胞的一个亚群，其主要作用是控制免疫反应。与执行促炎功能不同，Tregs对其他免疫细胞类型具有抑制作用，控制对外国病原体的免疫反应并预防自身免疫疾病。Tregs已被建议用于新的有前景的治疗应用，并扩展了过继T细胞治疗的范围，超越了肿瘤学。由于它们自然抑制免疫反应的能力，这些细胞特别适合治疗自身免疫疾病和预防移植物受者的GvHD。首个人体Treg临床试验测试Sangamo CAR Treg产品TX200-KT02已获批准进行I/IIa期（2019-001730-34）。Tregs使用慢病毒载体转导，以表达针对受体的HLA A*2的CAR受体，并预防患有终末期肾病（ESRD）患者的免疫介导的同种异体移植排斥反应。 5.结论  慢病毒载体在基因修饰T细胞治疗的发展中发挥了重要作用。这些逆转录病毒载体代表了一种安全有效的基因转移工具，已经应用于CAR-T细胞疗法近期进展到市场所需的许多开发步骤。慢病毒载体不仅直接应用于CAR治疗基因的转移，还用于开发体外和体内测试所需的靶细胞。慢病毒载体在T细胞治疗发展中的重要性不仅体现在它们整合到T细胞治疗协议中，还体现在用于其制造的仪器设计中。疗法通过后期临床试验的进展和监管机构设立的快速通道计划的准入，以及生物技术和制药行业的积极参与，预示着T细胞治疗在肿瘤治疗武器库中的未来重要性。尽管已经提出了基因转移的替代品，但慢病毒和γ-逆转录病毒载体目前是基因修饰T细胞治疗制造最先进的方法。 识别微信二维码，添加生物制品圈小编，符合条件者即可加入 生物制品微信群！ 请注明：姓名+研究方向！ 版 权 声 明 本公众号所有转载文章系出于传递更多信息之目的，且明确注明来源和作者，不希望被转载的媒体或个人可与我们联系(cbplib@163.com)，我们将立即进行删除处理。所有文章仅代表作者观点，不代表本站立场。

摘要：早期的基因治疗研究对于遗传性疾病的治愈抱有巨大希望，但各种基因毒性事件的发生导致临床试验暂停，对进展采取了更加谨慎的态度。遗传工程技术的最新进展重新点燃了人们的兴趣，导致2017年首个针对遗传突变的基因治疗产品获得批准。基因治疗（GT）可以在体内或体外进行。体外基因治疗方法具有优势，因为它允许在患者使用前对基因修饰细胞进行表征，并选择所需的特性。在此过程中还可以使用自体细胞，这消除了免疫排斥的可能性。本综述重点介绍了体外基因治疗的各个阶段、当前研究进展，这些进展提高了这一过程的效率和安全性，以及对人类免疫缺陷病毒（HIV）基因治疗研究的全面总结，其中大多数采用了体外方法。 1.引言 人类基因组的成功测序加深了我们对遗传性疾病和导致慢性及暂时性疾病状况的病理过程的理解。目前有超过5000种基因治疗产品正在针对各种遗传性、慢性和传染性疾病进行试验（https://clinicaltrials.gov/, 访问日期为2023年10月30日）。在开发基因治疗候选药物时，考虑一种有效的递送方法很重要，这将允许感兴趣的基因进行准确处理，在特定作用部位有足够表达，并持续预期的治疗效果，随后降解递送载体而不引起任何不良影响。由于存在引起严重不良反应的潜在危险，如肿瘤形成甚至基因修饰的生殖系传递，开发基因治疗产品（GTP）的过程非常严格，比其他治疗剂需要更长的时间。补充表S1总结了不同监管机构迄今为止批准的基因和细胞产品。最近发表了一篇综述，讨论了其中一些产品的发展。递送感兴趣基因的方法有两种：体内和体外（图1）。体内方法涉及将遗传物质直接递送到患者体内，可以是裸露的基因或封装在颗粒中。另一方面，体外方法涉及从患者或正常供体分离感兴趣的细胞，对它们进行遗传修饰，在某些情况下进行扩增，然后将它们给患者。因此，患者没有直接接触到转移载体。选择，即确保修饰的细胞相对于自然发生的缺陷细胞更优先植入患者体内，可以在给患者施用感兴趣基因之前或之后进行。最近发表了一些综述，强调了基因治疗在各个领域的应用：使用造血干/祖细胞（HSPCs）治疗造血障碍、遗传性皮肤病、神经系统疾病或中枢神经系统遗传性疾病和骨科疾病等。 图1. 体外递送感兴趣基因。使用Biorender.com创建。2.HIV基因治疗的治愈方法 由于存在对当前治疗有抵抗力的潜伏病毒库，因此获得HIV的治愈一直具有挑战性。这些病毒在转录上是不活跃的，但很大一部分具有复制能力。抗逆转录病毒治疗(ART)可能在潜伏病毒藏身的组织中吸收相对较差，如肠相关淋巴组织(GALT)和中枢神经系统(CNS)，这可能有助于这些部位病毒的持续存在。在停止ART后的几周到几个月内观察到病毒反弹。治愈的另一个挑战是HIV对免疫系统的影响：对HIV的体液反应差，中和抗体的产生不足，这通常在感染几个月后才会发生。此外，也有重建HIV特异性CD4+ T细胞的相对失败，这反过来又导致CD8+细胞毒性T细胞功能的降低。 因此，可以合理假设有效的治愈将旨在使潜伏病毒失活或移除，并重建免疫系统。基因修饰的细胞也应该能够抵抗持续的感染，治疗本身不应该引起严重的不良事件。为了重建或增强免疫系统的功能，已经在B细胞和T细胞的遗传工程方面取得了几项进展，包括嵌合抗原受体T(CAR-T)细胞治疗。图2提供了HIV治愈策略的总结。 国际艾滋病学会的多方利益相关者协商就HIV治愈目标产品的最低标准达成一致。临床疗效定义如下：维持病毒载量低于传播阈值(<200 HIV RNA拷贝/mL)，在研究的20%或更多人群中有效，平均每年复发率低于10%，缓解期超过2年，并且严重不良事件的可能性极小，如果有的话，即研究人群的不到1%。可能的治愈也可能需要结合不同的方法。 图2. HIV治愈策略。CRISPR—成簇规则间隔短回文重复序列；ZFN—锌指核酸酶；TALEN—转录激活因子样效应子核酸酶。使用Biorender创建。 为了实现对HIV的可能治愈，已经采用了四种策略。 第一种方法是干细胞移植，到目前为止已经治愈了六名患者：柏林患者、伦敦患者、纽约患者、“希望之城患者”、杜塞尔多夫患者和日内瓦患者。这些患者接受了造血干细胞移植以治疗恶性肿瘤。除了日内瓦患者外，所有患者都接受了与人类白细胞抗原（HLA）匹配的供体的干细胞移植，这些供体对于CCR5等位基因中的32个碱基对缺失（CCR5∆32）是纯合子。由于治疗的侵袭性、成本、发病率和死亡率，以及缺乏具有CCR5∆32的匹配无关供体，这种方法无法扩大到更广泛的人群，因此作为一种普遍适用的方法是不可行的。 第二种方法旨在从细胞库中移除所有活性潜伏病毒，实现无需ART即可检测到的血浆载量，因此提供一种无菌治愈。这种策略被称为“休克和杀死”方法，并已在早期阶段试验中进行了广泛研究。尽管目前这种治愈方法的形式并未采用基因治疗，但它已被包括在本综述中，以涵盖所有当前的HIV治愈方法。“休克和杀死”旨在使用潜伏期逆转剂激活潜伏病毒库中的病毒，这些逆转剂激活病毒转录，通过使用并行的ART阻止新细胞的感染，然后通过诱导凋亡、CD8+介导的溶解或通过体液免疫反应来根除感染的细胞。嵌合抗原受体T细胞（CAR-T）细胞也可以被用来增强杀死感染细胞。 第三种策略旨在通过基因编辑根除整合病毒，使用基于核酸酶的工具或工程重组酶。基于核酸酶的工具包括CRISPR（成簇规则间隔短回文重复序列）、TALEN（转录激活因子样效应子核酸酶）和ZFN（锌指核酸酶）。也可以使用这些基于核酸酶的工具针对CCR5，使CD4+细胞对感染产生抵抗力，以及使用短干扰或短发夹RNA（siRNA或shRNA）沉默CCR5。基因编辑也可以通过工程重组酶进行，特别是针对HIV特异性长末端重复序列（LTR）的重组酶酶（TRE）重组酶。这是一种工程形式的Cre重组酶，针对5′LTR内的34个碱基对区域（称为loxLTR），从而在表达这种酶的感染细胞中去除整合的前病毒DNA。 第四种策略是“阻断和锁定”方法，旨在实现功能性治愈，即在不根除潜伏病毒的情况下保持其处于非活动状态，使血浆病毒载量保持在可检测水平以下。这是通过使用潜伏期促进剂永久沉默或编辑潜伏病毒库来实现的，这些潜伏期促进剂通过病毒启动子的抑制性表观遗传修饰“阻断”病毒转录并“锁定”病毒处于潜伏状态。 大多数HIV基因治疗研究使用体外方法。本综述将重点介绍体外基因治疗的各个阶段，并提供当前采用体外或体内基因治疗方法的HIV临床试验的总结。 3.体外基因治疗  在体外基因治疗研究中需要考虑的一个重要因素是将被修改以纠正特定疾病状况或遗传疾病的细胞来源。这些细胞可以是自体的，从患者自身获得，或同种异体的，从匹配的供体获得。自体来源是有利的，因为没有移植物抗宿主病的危险；然而，这可能不适合老年患者或严重疾病状况（例如，HIV，因为细胞可能是新感染的来源）。由于其自我更新和分化成几个谱系的能力，同种异体干细胞来源最近引起了更大的兴趣，尽管它们的使用存在局限性，如排斥、移植物抗宿主病和长期免疫缺陷。在临床前基因治疗研究中，可以从出生组织中获得干细胞，例如脐带血和胎盘。也可以从胚胎组织中获得干细胞，尽管这引发了伦理问题，或从诱导多能干细胞中获得。在临床研究中，可以根据患者的疾病状况从个体患者中获得细胞，或从与患者组织免疫兼容的供体中获得，或从其他细胞来源中获得，这些来源的细胞不太可能引发免疫反应，如由于缺乏或低表达HLA类I和II抗原而具有低免疫原性的胎盘细胞。体外基因治疗的过程包括获得这些感兴趣的细胞，对它们进行修改，并将它们给患者。为了确保修改后的细胞的有效和优先植入，使用各种调节和选择方法。 3.1.造血干细胞的来源 造血干细胞在单基因疾病和免疫系统疾病的基因治疗中很有用。造血干细胞（HSCs）和造血祖细胞（HPCs）负责产生成人血细胞，并以特定标记为特征（图3）。CD34抗原，一种细胞表面粘附跨膜糖蛋白分子，长期以来一直被用作HSCs的标记，以及其他功能，如增强细胞增殖、阻止分化、改善HSCs和HPCs的迁移以及促进淋巴细胞在淋巴组织中与血管内皮的粘附。这些细胞能够分化成各种谱系的功能性血细胞，并且具有自我更新的能力；即，它们可以在不分化的情况下产生女儿HSCs（图1）。 图3. 造血干细胞发展的层级结构。NK-自然杀伤细胞；DC-树突细胞。使用BioRender.com创建。3.1.1.骨髓来源的造血干细胞 基因治疗应用中常用的造血干细胞(HSCs)来源包括骨髓、脐带血、外周血，以及最近的胎盘。在骨髓中，成骨细胞影响造血的平衡。原始人类成骨细胞对骨髓来源的CD34+ HSCs的存活至关重要，因为成骨细胞恒定地表达粒细胞集落刺激因子(G-CSF)。同样，HSCs调节成骨细胞分泌IL-6、巨噬细胞炎症蛋白-1α和其他因素，以创造有利于造血的环境。基质衍生因子-1(SDF-1)及其受体C-X-C趋化因子受体4(CXCR4)是建立骨髓的重要决定因素。Tie2，一种受体酪氨酸激酶，也被发现在维持成年骨髓中的HSCs方面不可或缺。CD34抗原具有多个磷酸化位点，其中有两处是蛋白激酶C的位点，一处是酪氨酸磷酸化位点。 Panch等人的文章总结了从骨髓、外周血和脐带血中采集HSCs的方法。简而言之，从骨髓中采集HSCs通常在全身麻醉下进行，大约每公斤体重收集20 mL，且不超过1.5 L的骨髓抽吸液，从髂后或髂前缘收集。在进行该程序之前，可能会从患者身上采集血液，以便在抽吸过程中失去的血液可以重新注入。 3.1.2.外周血来源的造血干细胞 从外周血采集造血干细胞的过程需要几天时间。早期动员方案使用了细胞毒性药物，如环磷酰胺、伊达比星、依托泊苷、铂类和表柔比星；然而，这些药物的使用现在仅限于接受移植治疗恶性肿瘤的患者。目前，在移植患者中，粒细胞集落刺激因子（G-CSF）用于将CD34+细胞动员到外周血中，剂量为5-10 mg/kg/天，持续5至7天，目标是通过白细胞去除术采集至少2×106 CD34+细胞/kg体重。在G-CSF给药期间，血液中HSCs的浓度在3天后增加，大约在第5或6天达到峰值，然后在7天后开始下降。G-CSF的剂量由外周白细胞计数决定，外周CD34+计数是HSCs产量的良好预测指标。产量还取决于年龄、性别、基础条件和G-CSF剂量。G-CSF治疗并非没有挑战，患者可能会经历包括骨痛、头痛、疲劳、肌痛在内的副作用，以及在高风险个体中可能出现心肌梗塞和脑缺血。为了增强G-CSF的动员效果，可以使用AMD3100（Plerixafor，一种可逆的CXCR4拮抗剂）。CXCR4是基质衍生因子1（SDF-1）的受体，具有包括使HSC长期维持静止状态在内的多种功能。Plerixafor以240 µg/kg的剂量给药，在白细胞去除术前4至6小时，发现它可以改善CD34+细胞的采集，尤其是与G-CSF联合使用时。其他HSC动员剂目前正在开发中。 3.1.3.脐带血来源的造血干细胞 从脐带采集细胞涉及切断的脐带静脉穿刺，将血液排入含有抗凝剂的无菌袋中。通常，在过程中收集大约80至160 mL的脐带血（UCB）。CD34+细胞的产量范围为2至7×106/mL UCB，可能受到出生顺序（第一胎>第二胎>第三胎等）、出生体重甚至早期夹闭的影响。这种相对较低的产量限制了它们的应用。 3.1.4.胎盘来源的造血干细胞 人类胎盘最近作为干细胞来源而受到欢迎，因为胎盘干细胞抗原性低，没有伦理限制，并且是多能的。人类胎盘是生殖过程中首先发育的器官，有两个组成部分，胎儿部分（羊膜和绒毛膜）和母体部分（蜕膜）。从受精后6-7天出现到足月的胎盘发育已被详细描述。胎盘的作用是为发育中的胎儿提供营养物质并排除废物，具有各种分泌和免疫调节作用。它可以被划分为以下四个区域：羊膜上皮、羊膜间充质、绒毛间充质和绒毛滋养外胚层。胎盘有多种类型的干细胞，可以分化为造血和间充质组织（脂肪生成、软骨生成、成骨、肝脏、胰腺、肌肉、血管生成和神经生成），表达各种细胞标记，包括OCT4、SOX2和c-KIT等，这些标记也存在于胚胎干细胞中。胎盘HSCs缺乏或表达非常低的HLA类I抗原（HLA-A、HLA-B、HLA-C）和没有HLA类II抗原（HLA-DP、HLA-DQ、HLA-DR），这使它们适用于再生医学以及自体和同种异体移植。与骨髓细胞相比，这些细胞的免疫排斥机会较低，对凋亡有抵抗力，具有增强的细胞增殖和伤口愈合特性，并抑制如TGFβ等促纤维化因子。人类胎盘HSCs是胎儿来源（非母体），并且是CD34+和CD45-dim。用AMD3100（Plerixafor）以300 ug/L的浓度灌注人类胎盘，结果在灌注液中采集到的HSCs数量增加了六倍以上，这些细胞具有集落形成特性，缺乏内皮标记。间充质基质细胞是骨髓造血环境的重要组成部分，与HSCs共培养已被发现可以增强HSCs的增殖，特别是原始的CD34+和CD38-。 已使用脐带血和胎盘来源干细胞的混合物进行造血干细胞移植。已开发出各种协议来分离羊膜上皮细胞、间充质基质细胞和造血干细胞。所有协议都必须克服的一个主要障碍是生产大量具有所需细胞群高度纯度的细胞。 3.2.造血干细胞的分离、纯化和富集 为了确保基因校正细胞的优先植入，重要的是要富集具有构建体的细胞群，并对其进行纯化，以避免在培养过程中使用的蛋白质或其他分子的污染。已使用几种方法来富集HSCs。目前最常见的柱分离技术是德国科隆Milteny Biotech的磁激活细胞分选（MACS®）微珠分离技术（https://www.miltenyibiotec.com/ 于2023年6月4日访问）。在这种封闭系统技术中，微珠（超顺磁性氧化铁纳米颗粒）与CD34抗体偶联，用于磁性标记表达CD34+的细胞。将无菌细胞悬浮液装入MACS®（铁磁性）分离柱中，该柱放置在MACS®分离器的磁场中。在正选择技术中，标记的细胞被保留在柱中，而其他细胞则流过。然后可以从柱中洗脱CD34+细胞，一旦它被从由分离器产生的磁场中移除，就可以用于任何下游应用。也有用于分离CD133+细胞群和CD34+和CD38−细胞的微珠。Baldwin及其同事使用免疫磁珠富集CD34+细胞，然后用荧光激活细胞分选（FACS）对其进行分馏，以富集CD34+和CD38−细胞；另一方面，Radtke及其同事使用FACS分离CD34+、CD90+和CD45RA−细胞，发现这组细胞在表型上是HSC基因治疗的最明确目标，因为这些细胞推动了短期和长期的多谱系植入。他们使用GMP（良好生产规范）级流分选协议来分离这些细胞。这大大增加了所需的复杂性、成本和专业知识。在其他体外研究中，Kays及其同事使用MACS对细胞进行排序，这些细胞除了表达CD34+外，还表达CD105，即转化生长因子-β（TGF-β）受体复合体的组成部分，发现这些细胞富集了具有高植入和重聚能力的早期HSCs，即使在慢病毒转导后也是如此。Laje及其同事用信号淋巴细胞激活分子（SLAM）家族受体分子富集了注定要进行慢病毒转导的HSCs，发现这些细胞被有效转导并且与非转导细胞相比是稳定的。 研究表明，培养造血干细胞(HSCs)超过48小时会降低它们长期植入的能力，建议培养时间不应超过36小时，24小时是一个安全的时间段。Chen及其同事的一项研究发现，使用细胞因子（SCF、TPO和Flt3L）进行体外培养会导致线粒体氧化应激，从而导致丧失干细胞特性，并且CD34+/CD133+中的粘附GPCR G1阳性（ADGRG1+）群体可以在体外培养期间的氧化应激下富集功能性HSCs。 还努力减少培养过程中可能的污染源。重组人血清白蛋白（HSA），是从酵母中产生并用作GMP级组织培养基的组分，可能是其他不直接与白蛋白相互作用的蛋白质甚至色素和小分子的污染源。Wilkinson及其同事最近使用体外和体内小鼠模型发现，聚乙烯醇（PVA）可以作为HSA在培养小鼠和人类HSCs中的替代品，因为它支持HSCs的存活和生长，同时保持表型HSCs特征。PVA培养基中分泌因子的浓度较低，衰老相关基因表达较少，尽管PVA用于人类基因治疗的效果还有待评估。 3.3.使用感兴趣基因修饰造血干细胞 在考虑适当的载体进行基因传递时，需要检查要转导的细胞的特性和载体的特性；是否需要短暂或稳定表达基因修饰；以及在传递到组织时可能导致的“脱靶”效应。这些脱靶效应可能包括宿主-免疫反应和载体本身引起的免疫反应。用感兴趣基因修饰目标细胞可能面临各种挑战。例如，腺相关病毒载体由于阻碍核输入、解壳和第二链合成，因此不能有效转导HSCs。用VSV-G包膜伪装的慢病毒载体具有广泛的细胞嗜性，尽管由于缺乏或表达不足的LDLR受体（它通过该受体进入细胞），原始人类静息T细胞和CD34+细胞不能有效转导。另一方面，T细胞的激活提高了转导效率。在体内使用病毒载体进行基因治疗的情况下，对病毒的预先存在的免疫力可能导致基因修饰细胞数量的减少，这反过来又会限制体内重新填充的速率。转导和重新给药基因修饰细胞之间的时间间隔也至关重要，特别是对于可能分化并限制返回目标部位的干细胞。 为了保护它们的基因组结构，真核细胞具有防御机制，导致外来可移动元素或逆转录病毒的沉默，因此存在诱导沉默机制的可能性，这可能由于缺乏表达而使治疗基因失效。 4.通过病毒载体进行HIV基因治疗传递  用于体外基因传递的最常见病毒载体是慢病毒载体，因为它能够转导分裂和不分裂的细胞。最初，γ-逆转录病毒载体被用于基因传递；然而，它们靠近原癌基因整合并引起插入性突变的潜力变得明显。从那时起，已经多次尝试使病毒载体更安全、更有效地进行基因传递。选择病毒载体由要转导的细胞类型、病毒载体特性、感兴趣基因（转基因）的大小和期望的效果决定。下表1总结了不同病毒载体的载货量（插入大小）。 4.1.在HIV基因治疗中使用γ-逆转录病毒载体：并发症和提高安全性的方法 γ-逆转录病毒载体是最早用于有效基因治疗的病毒载体之一。这些载体以依赖细胞周期的方式转导活跃分裂的细胞，因此不转导静止的细胞。逆转录病毒最初是首选的载体，因为它们的使用导致转基因稳定地整合到宿主基因组中。然而，这一好处受到大约10%的患者观察到的一系列基因毒性事件的限制，表现为各种形式的白血病。例如小鼠白血病病毒，γ-逆转录病毒更倾向于靠近强增强子区域、转录起始位点、CpG岛和DNase-I高敏位点整合，并可能在靠近原癌基因时引起插入性突变。这些安全问题导致这些临床试验的暂停，因此，已经尝试提高它们的安全档案。现在已知，在逆转录病毒生命周期中，前整合复合体（PIC）与各种宿主转录因子相互作用，特别是溴结构域和外部末端家族蛋白（BET蛋白）和整合酶，导致整合到宿主基因组中。BET蛋白通过将病毒PIC系在宿主染色质上发挥作用，因此，开发不依赖BET的载体可以改变它们的整合档案。事实上，几个小组已经在细胞系和小鼠模型中证明了这种方法的有效性。另一种方法可能是修改整合酶，使其远离靠近原癌基因的整合。与慢病毒载体相比，创建自失活的RV载体的尝试不太成功，因为它们仍然保留着激活癌基因的能力。 4.2.慢病毒载体用于稳定基因表达：挑战和减轻这些挑战的策略 慢病毒是一类逆转录病毒，除了结构基因env、pol和gag外，还有辅助基因，如vpr、vpu、nef和vif，以及调节基因，如tat和rev。最著名的慢病毒是人类免疫缺陷病毒（HIV）。 工程化的慢病毒被认为是适合基因转移的，因为它们可以稳定地转导分裂和不分裂的细胞。与其他逆转录病毒的不同之处在于，大多数逆转录病毒的PIC需要核膜的破裂（在有丝分裂期间），以便允许进入细胞核，而慢病毒PIC通过核孔蛋白和importins的主动运输进入细胞核。PIC是病毒cDNA的组装，一些来自逆转录复合体的病毒蛋白和宿主细胞蛋白。逆转录后病毒DNA的整合是由整合酶和PIC介导的。一项研究发现，PIC更倾向于靶向靠近核孔的开放染色质区域，排除核内部区域和核纤层的周边区域。核周边的转录活跃基因与核孔复合体（NPC）相关，这影响了HIV-1基因表达。慢病毒更倾向于与积极转录的基因整合，整合模式得到目标细胞转录程序的支持。宿主细胞蛋白，晶状体上皮衍生生长因子（LEDGF/p75）直接与病毒整合酶相互作用，没有它，整合酶无法进入细胞核。现在已知LEDGF/p75将整合酶连接到染色质上。 4.2.1.慢病毒载体的演变 自从作为基因治疗载体被发现以来，慢病毒载体(LVs)经历了几次修改（见图4）。第一代LVs包括转基因构建、包膜构建和一个包含gag、pol和所有调节和辅助基因的包装构建。从HIV env改为VSV-G env或任何其他合适的病毒包膜（称为伪型化），允许有效转导多种细胞，尽管VSV-G导致静息淋巴细胞和HSCs的转导效率低下。第二代LVs包括转基因构建、表达VSV-G的包膜构建，以及包含gag、pol和调节基因tat和rev的包装构建。移除了所有辅助基因。第三代LVs在转基因构建中的病毒启动子中进行了修改，其中U3区域通过删除-418至-18的序列部分进行了修改，仅留下18 bp（移除了400 bp），因此创建了自失活(SIN)载体。因此，5′LTR具有18 bp U3、R和U5区域和一个PolyA尾。这使得载体仍然能够携带转基因盒，同时保持转录不活跃。U3被删除的部分被异源启动子替换，通常是巨细胞病毒（CMV）启动子或细胞启动子，如延伸因子1α（EF1α）。3′ LTR、U3区域也被删除，以防止在转染293T细胞过程中通过同源重组与5′LTR重组成完整病毒。载体构建还包含非编码域cPPT（中央多嘌呤区），这提高了RNA被包装进衣壳的效率，以及WPRE（Woodchuck肝炎病毒转录后调控元件），这增强了转基因的转录后处理。包装构建被分割成gag-pol构建和rev构建，删除了tat，因为它的转录激活环已从5′LTR中移除。因此，第三代系统由四个质粒构建组成，如图4所示。三个单独的包装构建降低了在质粒扩增和病毒载体生产过程中形成复制能力慢病毒的重组机会，并减少了启动子干扰相关问题的机会。第三代慢病毒构建通过修改携带转基因的质粒进一步重新设计，可以被认为是第四代慢病毒载体。在这个系统中，称为LTR1或PBS1（引物结合位点1），5′LTR已被移除，RNA信号（PBS-Y-RRE）被放置在3′LTR的下游。因此，这些信号在载体生产过程中存在，但在逆转录过程中丢失，并且不与转导的转基因一起复制，从而进一步提高了安全性。 图4. 慢病毒载体生成的进步。第一代构建包括转基因构建、伪型包膜（通常是VSV-G）和包含gag、pol和所有调节及辅助基因的包装构建。第二代载体与第一代载体类似，只是去除了辅助基因。第三代载体是自失活慢病毒载体，在U3区域有400 bp的缺失。第四代慢病毒载体去除了5' LTR，并将RNA信号(PBS-Y-RRE)放置在3' LTR的下游。RRE：Rev反应元件；PM：细胞来源或其他启动子；cPPT：中央多嘌呤区；VSV-G：泡状口炎病毒G型；WPRE：Woodchuck肝炎病毒转录后调控元件；Y：包装信号。Ch5'：嵌合5' LTR；PAS：引物激活信号。 4.2.2.优化慢病毒转导 有效的慢病毒转导人类细胞可能受到人类细胞产生的限制因子的限制，这些限制因子限制了慢病毒感染，如三部分基序蛋白5α(TRIM5α)、tetherin和载脂蛋白B信使RNA编辑酶催化多肽样3(APOBEC3)。其中一个被证明导致慢病毒基因传递到静息记忆T细胞效率低下的因素是限制因子SAMHD1（含α motif和组氨酸-天冬氨酸(HD)结构域蛋白1）。SAMHD1是一种细胞脱氧核苷酸三磷酸水解酶，阻止逆转录。HIV-2编码的vpx基因被发现可以抵消SAMHD1的限制能力。事实上，一项研究发现vpx在他们测试的所有条件下都增加了基因治疗传递，但当基因治疗针对逆转录前的步骤时效果最大。 优化体外培养条件是提高基因转移速率的有用方法。使用Polybrene、鱼精蛋白硫酸盐、Retronectin、热带增敏受体增强子、如Lenti-X accelerator的磁珠、Vectofusin-1、LentiBOOST和Staurosporine等试剂已被发现可以增强转导过程。使用胎牛血清(FBS)在用慢病毒载体转导CD34细胞时并不令人满意，因为它导致祖细胞的转导增加，但HSCs的转导减少。此外，由于对其异种成分产生抗体，存在免疫风险的担忧。已经开发了各种无血清培养基，适用于不同类型干细胞的转导，例如，加拿大温哥华干细胞技术公司的StemSpan无血清扩增培养基(SFEM)。将敲除血清替代品(KSR)培养基添加到StemSpan培养基中，已被发现可以提高原代CD34+细胞和外周血单个核细胞(PBMCs)的转导效率。 4.2.3.慢病毒载体沉默 像γ-逆转录病毒载体一样，尽管程度较轻，慢病毒载体也容易受到转基因沉默和转基因效率变异的影响，这是由于转基因与宿主基因组（染色体位置效应）中其直接基因组邻域的相互作用。一些宿主和载体特征被假设可以引起这种效应，包括DNA甲基化和组蛋白修饰，包括由多梳家族蛋白介导的修饰。可以隔离转基因免受沉默的策略包括使用更强的增强子启动子、脚手架/基质附着区域(S/MARS)，这些可以保护增强子免受DNA甲基化，和染色质域隔离子，这些可以抑制抑制性位置效应。 4.2.4.减少插入性突变的策略 已经尝试了各种方法来减少插入性突变的机会。一种策略是将整合导向远离原癌基因的“安全基因组港湾位点”。Schenkwein等人使用I-PpoI，一种来自黏菌Physarum polycephalum的二聚体18-20 KDa同源性内切核酸酶，将整合导向一个高度保守的位点，28S核糖体RNA。这是通过识别该区域的15 bp位点来实现的。另一种策略是通过改变整合酶核心结构域(D64、D116和E152)的催化三联体来生产非整合慢病毒载体。虽然消除了插入性突变的风险，但这些载体只能用于瞬时基因表达。基因表达也低于整合慢病毒载体。修改LEDGF/p75的功能，其功能是指导慢病毒整合，可以允许整合到更安全的区域或更随机的整合，从而减少靠近原癌基因的整合机会。 4.3.腺相关病毒载体(AAVs)：限制其使用的挑战 重组腺相关病毒是在临床应用中首选的载体，当需要短暂表达转基因（根据感染细胞的周转时间，从几个月到几年不等）时。这些载体不含病毒DNA，而是基于蛋白质的纳米颗粒，被设计为穿越细胞膜并将DNA送入细胞核。这些载体非常稳定，能够承受操作过程中出现的物理或化学挑战。病毒基因组也容易操纵，并且具有良好的安全档案。AAVs可以携带高达4.5 kb的转基因盒。然而，AAVs的主要挑战是它们在自然界中广泛存在，因此抗AAV免疫很高，12种已知血清型的中和抗体的流行率在某些人群中从20%到100%不等。这些载体的给药也可能引发治疗后的体液反应。正在应用各种策略来克服衣壳免疫、补体固定和AAV基因组感知。一种策略是通过合理设计、随机突变和衣壳重组来工程化衣壳，以防止衣壳中和。另一种策略是免疫抑制，即阻断涉及B细胞激活的经典途径，从而抑制体液反应，尽管体外基因治疗的体液反应可能有限。为了减少AAV基因组感知，可以通过耗尽载体基因组中的CpG二核苷酸来阻止TLR信号传导。腺相关载体可以用来转导多种细胞，包括间充质基质细胞、神经细胞等，尽管它们不适合造血细胞。 许多研究小组正在研究使用AAVs将广泛中和抗体送入骨骼肌，以提供针对HIV的持久效果，无论是作为预防还是治疗，或两者兼有。最近一篇综述文章分析了它们在HIV感染中的使用，以及当前挑战和可以采用的策略来克服其有效性的障碍。 4.4.体外细胞选择和扩增 根据转导的细胞类型、载体类型、感染倍增性(MOI)和使用的转导技术，转导的细胞数量通常低于理论上的预期。因此，转导过程不是100%有效。然而，有几种方法可以最大化转导效率。除了第4.2.2节中提供的例子外，使用高MOI可以产生更高的载体拷贝数(VCN)，尽管这增加了异常剪接事件的风险。通过色谱法纯化载体颗粒也可以增加转导效率。转导后，选择携带转基因的细胞并扩增这些细胞以增强它们在体内的植入是有益的。这可以通过细胞表面标记或设计载体表达抗生素抗性基因来实现，然后在应用适当的抗生素时，将允许优先选择携带转基因的细胞。 转导HSC的扩增目标是在保留“干细胞特性”的同时增加数量。通常支持分化为成熟谱系的传统培养基导致自我更新能力的丧失。体外基因治疗的体液反应可能有限。为了限制污染的可能性，最好使用无血清培养基进行HSC扩增。Tajer等人最近的文章总结了添加到培养基中以增强扩增的因素。已经使用了几种细胞因子和生长因子，包括SCF、FLt3配体、TPO（血小板生成素）、IL-3和IL-6，尽管由于IL-3刺激祖细胞的扩增而不是HSCs，它并不包括在某些培养基中。还发现其他化合物也很有用。这些包括前列腺素E2 (PGE2)，它通过改善HSCs的归巢和自我更新能力来增强HSCs的植入，和Stem Regenin 1 (SR1)，一种芳香烃受体拮抗剂，用于扩增人类和小鼠CD34+，尽管它也被发现更有利于多能祖细胞而不是长期重聚干细胞。这与UM171形成对比，UM171是一种嘧啶哌啶衍生物，它支持干细胞的扩增而不是多能祖细胞。因此，它们可以组合使用，以促进两种谱系的扩增。其他使用小鼠模型的研究表明，可以调节调节干细胞归巢和分化的信号通路。这些包括Notch信号通路、Homeobox基因、Wnt等。锌指转录因子Sall4的过表达导致HSCs（CD34+细胞）在体外和小鼠模型中迅速有效扩增（增加50倍）。 5.基因修饰造血干细胞的给药：增强基因修饰细胞的优先植入  HSC输注后造血重建的第一阶段（最多6个月）是由于承诺的祖细胞（短期HSCs），它们具有有限的自我更新能力。大约6个月后，CD34+克隆减少，第一波克隆重建耗尽，长期HSC逐渐接管重建，它们能够自我更新，其效果甚至在基因治疗后3年仍然存在。因此，短期HSC在早期阶段活跃，而长期HSC在这一阶段进入静止状态，并在短期HSC耗尽时激活。 5.1.清空造血干细胞壁龛的调理方案 在用于造血障碍的自体基因治疗中，目标是用宿主细胞替代有特定遗传缺陷的细胞。在HIV基因治疗中，目标是用有抗性的细胞替代易感染的细胞，或能够对抗病毒的细胞。干细胞壁龛允许维持干细胞并调节其功能；HSC壁龛位于骨髓和脾脏的血管周围。清除用于转导HSCs吸收和消除未转导细胞的壁龛的过程，也称为调理，传统上一直使用化疗和放疗进行，这对目标器官没有特异性。进行调理是为了耗尽壁龛中的造血干和祖细胞，以减少同种异体移植的免疫排斥机会，在恶性疾病的病例中治疗任何恶性肿瘤。调理方案可以分为清髓性调理（MAC）、非清髓性调理（NMA）和减低强度调理（RIC）。清髓性方案由烷化剂组成，有或没有全身照射（TBI），导致全血细胞减少症和1-3周内造血耗尽，不允许自体血液学恢复。因此，为了生存，需要干细胞支持。MAC方案与毒性有关，有时甚至死亡，特别是如果植入出现问题。毒性迹象包括器官衰竭、粘膜炎、骨髓抑制、继发性恶性肿瘤、肌肉骨骼疾病和心脏、肺、生殖和内分泌异常。接受MAC治疗的人群的长期死亡率也高于普通人群。 由于这些不希望的副作用，开发了较低强度的方案。较低的强度意味着可逆的骨髓毒性，与MAC诱导的不可逆骨髓毒性相比。这些方案是NMA和RIC。非清髓性方案引起最小的细胞减少症，不需要干细胞支持。另一方面，减量调理涉及将MAC方案的剂量至少减少30%，虽然它不会导致干细胞的消融，但仍然需要干细胞支持才能在临床上实用。这些调理方案的细节已经回顾过。尽管RIC毒性较小，但发现它对基因治疗的效率较低，因为它导致外周血细胞中基因标记较少，这可能是由于壁龛清除效率低下或对转基因的免疫耐受性诱导不充分。在基因治疗中，辐射或化疗药物的剂量由正在治疗的疾病状况和患者特征决定，包括年龄和性别。欧洲骨髓移植组（EMBT）风险评分是一个用于评估癌症患者移植风险的工具，也可以扩展到任何需要移植的患者。它基于五个因素：患者年龄、疾病阶段、诊断到移植的时间间隔、供体类型（就HLA分型而言）和供体-受体性别组合。通常，30岁以后使用MAC方案死亡率增加，50岁以后不推荐使用。如果供体和受体不是同一性别，也有更高的排斥风险。 5.2.基因修正造血干细胞的体内选择 为了改进携带转基因细胞的选择，在动物模型的体内研究中采用了体内化学选择技术。使用药物抗性基因进行体内选择转基因需要药物抗性基因在转导细胞中高度表达，在非转导HSCs中根本不表达或表达水平低；选择药物应该耗尽大多数非转导细胞，对非造血毒性很小，并且在非恶性条件下不具有遗传毒性。在动物模型中用于选择的基因，特别是在小鼠中，包括多药抗性基因(MDR1)、二氢叶酸还原酶(DHFR)、乙醛脱氢酶(ALDH)、胞嘧啶脱氨酶(CDD)、谷胱甘肽S-转移酶(GST)、甲基鸟嘌呤DNA甲基转移酶(MGMT)和次黄嘌呤鸟嘌呤磷酸核糖转移酶(HPRT)。 一项研究使用了O6-甲基鸟嘌呤DNA甲基转移酶(MGMT)的突变体，这是一种DNA烷基化修复酶。突变体MGMTP140K在非人灵长类动物中显示出稳定和有效的HSCs选择，尽管使用(Carmustine-BCNU，例如)的烷基化剂的致癌性质是一个缺点。另一项研究使用短发夹RNA(shRNA)敲除次黄嘌呤鸟嘌呤磷酸核糖转移酶(HPRT)，在这些小鼠模型暴露于6-硫鸟嘌呤(6 TG)时实现HSCs的选择。使用这种方法很有吸引力，因为它允许转导的HSCs自我更新、增殖和分化，该方法用于清除壁龛并使携带转基因的细胞优先植入。诱导药物抗性的shRNA仅长48 bp，用于化学选择的6 TG量低，尽管6 TG可能诱发白血性。该组使用MOI为1，在两轮连续病毒暴露后，未用生长因子预刺激以保持“干细胞特性”，实现了20-30%的慢病毒转导效率。 5.3.清除壁龛的最新发展 提高壁龛清除和促进转导细胞植入的最新发展是使用与能够清除壁龛的药物结合的单克隆抗体。这些方法允许针对性地清除HSC壁龛，因此减少了上述调理方案非特异性相关的副作用，并使携带转基因的细胞优先植入。例如，为了改进HSCs的选择，最初的小鼠研究使用了CD45-抗体药物偶联物(CD45-ADCs)，但很快意识到这些对HSCs并不特定，并导致淋巴细胞耗尽，因为CD45也存在于淋巴细胞和其他白细胞表面。使用CD117-抗体药物偶联物(CD117-ADC)，可以更具体地针对HSCs，在小鼠模型中使内源性HSCs耗尽超过99%。2019年报道这种技术效果的第一组使用链霉亲和素连接子将CD117与毒蛋白连接起来，并测试了其对NOD SCID Gamma(NSG)小鼠和非人灵长类动物的效果。另一组使用了抗人CD117 IgG1单克隆抗体偶联物AMG 191，发现其在非人灵长类动物中有效，目前正在进行1/2期临床试验。另一组将CD117+与鹅膏毒素(MGTA-117)偶联，发现其在患有急性髓细胞性白血病(AML)的小鼠模型中非常有效（耗尽了超过95%的HSPCs）。CD117在AML细胞中高度表达，这种方案被发现可以减少这些小鼠的肿瘤负担。 6.基于体外HIV基因治疗的临床试验  如前所述，HIV的基因治疗努力集中在使免疫系统更擅长履行其功能，或旨在沉默或编辑整合的原病毒，使其复制能力不足或使细胞对感染有抵抗力。已经进行了几项临床试验，旨在检查HIV基因和细胞治疗产品的效用和安全性。 6.1.基于细胞治疗的HIV临床试验 最早的细胞治疗研究之一创建了嵌合T细胞受体：CD4-Zeta基因修饰T细胞。这项早期临床研究（NCT01013415）的结果发现，尽管病毒库在各组之间没有差异，但在接受了基因修饰细胞的组中，HIV负担从基线有所下降，并且复发性病毒血症的患者趋势减少。AGT103-T是一种产品，可以恢复慢性HIV病患者的gag特异性CD4+ T细胞反应。最初的1期临床试验结果（NCT03215004）显示了一些有希望的结果。对参加研究的患者进行了白细胞去除术。一旦细胞被基因修饰并通过了质量控制测试，患者在基因治疗产品输注前一周用环磷酰胺进行了非清髓性调理，剂量为1 g/m2。AGT103-T修饰细胞以每公斤体重2到2100万细胞的剂量输注。即使在基因治疗产品输注后6个月，也可以观察到细胞的基因标记。没有记录到严重不良事件。 SB-728是一种锌指核酸酶(ZFN)介导的，CCR5修饰的，自体CD4+ T细胞产品。这项研究的各种版本发现，即使在重复剂量给药后，也没有发现严重不良事件。当使用环磷酰胺进行调理时，植入效果更好。其中一项研究发现，尽管病毒反弹有延迟，并且CD8+ T细胞反应改善了6个月以上，但对潜伏病毒库没有长期影响。另一项研究，NCT03617198，将CAR-T细胞治疗与ZFN CCR5修饰相结合，作为一种双重治疗方法，确保CD4+细胞对感染有抵抗力，并且同时能够检测和清除HIV感染的细胞。最后，NCT04648046使用了编码双特异性抗gp120 CAR分子的慢病毒载体(LVgp120duoCAR-T)来针对表达HIV gp-120的细胞。 6.2.基于通过逆转录病毒载体进行基因传递的临床试验 早期直接针对HIV的研究使用了逆转录病毒载体来传递抗HIV基因。在一项研究中，使用了同种基因T细胞（来自同卵双胞胎），使用逆转录病毒载体传递了细菌基因NeoR（NCT00001353）。这项研究的目的是证明，通过基因转导的同种基因细胞实际上可以通过成熟细胞的分裂，而不是前胸腺干细胞的分裂，持续数周至数月。在涉及双胞胎的一项研究中（NCT00001535），从血清阴性的双胞胎中获得了同种基因CD4+淋巴细胞，并用携带反义TAR或反义Tat/Rev RNA，反式优势Rev蛋白或两者结合的逆转录病毒载体转导。临床前研究表明，所有使用的抗HIV载体都抑制了HIV，反式优势Rev蛋白显示出更大的抑制作用。尚未发布临床试验的结果。涉及双胞胎的所有研究的长期随访（Gemini Study—NCT04799483）目前正在进行中。另一项使用逆转录病毒载体的研究，NCT00002221，从计划进行自体骨髓移植的非霍奇金淋巴瘤HIV阳性患者中获得了外周血CD34+细胞，并将这些细胞分成三个池。一个细胞池用含有两个核糖酶序列“L-TR/Tat-neo”的逆转录病毒载体转导，第二个池用对照载体‘LN’转导，第三个池保持未修饰细胞。然后将这些细胞重新输注回患者体内。尚未发布这项研究的结果。除了逆转录病毒载体观察到的插入性突变风险外，这项后续研究的成功也可能因携带治疗基因的细胞比例低而受到阻碍。 RevM10是HIV-1 Rev基因的优势负性突变体。使用逆转录病毒载体将这个基因转导入CD4+ T细胞，结果抑制了HIV复制，并持续了6个月。尚未发布在造血干细胞中研究RevM10的结果（NCT00003942）。逆转录病毒载体也用于传递MazF，一种Tat依赖性内切核酸酶基因，在1期研究中评估其安全性、耐受性和免疫原性。MazF源自大肠杆菌，选择性地切割mRNA中的ACA序列，这些序列在HIV中很常见。这项研究发现，单次静脉注射用MazF转导的自体CD4+ T细胞导致CD4+和CD8+细胞增加，这种效果至少持续了6个月。 核酸酶是催化RNA分子，可以针对任何具有NUX切割位点的RNA序列，其中N是任何核苷酸，X是A、C或U中的任何一个。在一项概念验证的1期研究中，Rz2，一种针对tat基因起始密码子附近GUA序列的核酸酶，通过逆转录病毒载体传递到同种基因外周血单个核细胞(PBMCs)中，这些细胞是从血清阴性双胞胎的基因修饰细胞中获得的，然后输注到血清阳性双胞胎体内。共有4名患者参加了这项研究，该研究表明基因标记细胞的持续存在，无论是短期（24周）还是长期（44个月），在此期间没有观察到严重副作用。在一项相关的2期基因治疗试验中，通过逆转录病毒载体将一种抗HIV核酸酶转导到自体CD34+细胞中，患者接受了tat–vpr–特异性抗HIV核酸酶（OZ1）或安慰剂。没有与OZ1相关的不良事件。尽管在主要终点（大约48周）时OZ1和安慰剂组之间的病毒载量没有统计学上的显著差异，但在40周时观察到了显著差异，并且直到100周，OZ1组的CD4+ T细胞高于安慰剂组。在长期随访研究中，NCT01177059，最初入组的68人中有18人完成了研究，其中7人有严重不良事件，包括各种类型的肿瘤（例如，基底细胞癌、霍奇金病、卡波西肉瘤、乳头状甲状腺癌、皮肤癌），这些最有可能是由逆转录病毒载体引起的。 6.3.基于慢病毒载体的HIV研究 在VRX496（Lexgenleucel-T）研究中，使用携带针对HIV包膜的抗HIV反义基因的基于HIV的慢病毒载体修饰自体T细胞。安全性和耐受性研究，NCT00295477，发现血液中的植入半衰期为5周。一些患者的基因标记细胞甚至在5年后还存在。这项研究表明，基因修饰细胞可以对HIV施加遗传压力。 另一项使用慢病毒载体传递抗HIV基因的研究结合了针对CCR5的短发夹RNA（shRNA），它阻止病毒进入，人/恒河猴嵌合TRIM5α，一种在进入细胞质时破坏病毒衣壳解壳的天然分子，因此抑制HIV感染，以及转录激活反应（TAR）诱饵，它通过结合病毒Tat并将其隔离，因此阻止其介导前病毒DNA的有效转录。这项临床试验的结果尚未发布。 在一组研究中，接受自体移植治疗淋巴瘤的患者被输注了用含有tat-rev shRNA、TAR诱饵和CCR5核糖酶（LV Rhiv7-shITAR-CCR5RZ）的慢病毒构建体修饰的CD34+造血干细胞。四名患者的早期结果表明，基因修饰细胞在输注后第11天植入，并且即使在24个月时，载体仍然存在，并且在病毒血症后选择基因修饰细胞。尚未发布各个研究的结果。 Cal-1是一种双重抗HIV基因转移慢病毒构建体，它传递一种沉默CCR5的shRNA（sh5），并在不同的启动子下，编码一种小肽抑制剂的序列，这种抑制剂可以防止HIV包膜与宿主CD4+细胞的融合（C46）。已在不同地点对Cal-1进行了几项研究。在NCT01734850中，对13名患者进行了Cal-1治疗，并评估了该治疗的安全性。Cal-1的临床前研究表明，该治疗有效且安全。在临床试验中，使用白消安调理来清除壁龛，以允许基因修饰细胞的植入。在两个接受白消安调理的治疗组中观察到严重和危及生命的不良事件，与单剂量白消安相比，双剂量白消安的副作用更严重。未接受调理的组没有严重不良事件。患者目前正在进行长期随访研究（NCT02390297）。与调理相关的毒性是成功传递基因治疗的常见挑战，因此开发更安全、更有效的方法来清除壁龛，以实现成功和稳定的植入是值得的。 这些临床研究表明，在实现足够植入的足够清除壁龛、使基因修饰细胞的生产和由于调理导致的骨髓毒性之间存在微妙的平衡。 为了帮助推进HIV治愈方法的临床前研究，例如使用si/shRNA的“阻断和锁定”方法的研究报告，解决这些挑战至关重要。这组临床前小鼠研究已经报告了通过si/shRNA成功沉默HIV，尤其是shPromA，它针对病毒启动子中的串联NF-KB转录因子位点，以诱导下游病毒基因表达的转录基因沉默和抑制性表观遗传修饰（见图2）。结合含有CCR5 shRNA的Cal-1载体，目前正在研究针对启动子的si/shRNA PromA，以开发针对宿主CCR5和病毒启动子靶标的组合HIV基因治疗。 7.基于体内传递的HIV基因治疗临床试验  采用体内方法治疗HIV的研究主要处于临床前阶段。体内方法涉及直接将基因治疗产品通过病毒载体（如腺病毒载体、腺相关病毒载体或非整合慢病毒载体）或非病毒方法（如纳米粒子）引入患者体内。体内方法可能无法提供持久的治愈，因为没有转基因与宿主遗传物质的稳定整合，并且需要优化特定细胞的传递，以减少脱靶效应的机会。通过重组酶或核酸酶系统的基因编辑，或使用RNA干扰或可能的CRISPR干扰的沉默机制，可以使用体内方法。 目前的临床试验包括使用leronlimab的研究，leronlimab是一种抗CCR5人源化IgG4抗体，通过与CCR5相同的附着位点（细胞外环2和N-末端结构域）结合，竞争性地抑制HIV env附着到CCR5。这种药物通过皮下给药，该组目前正在使用合成AAV载体进行传递。这项研究的几个版本—NCT00642707、NCT02175680、NCT02355184、NCT02483078、NCT02990858、NCT03902522、NCT02859961和NCT05271370—证明了产品的安全性和有效性，患者大多经历了轻微的副作用，并且在较高剂量的525 mg和700 mg时观察到效果。 CRISPR-Cas9技术用于HIV治愈 CRISPR及其CRISPR相关核酸酶9（Cas9）系统是一种基因编辑系统，通过导向RNA介导的基因组区域的双链断裂，然后通过非同源末端连接途径进行修复。最近发表了几篇描述HIV临床前研究的综述文章[222,223]。最近使用CRISPR-Cas9治疗HIV的临床试验是NCT03164135，该试验使用这项技术在进行异体干细胞移植治疗血液恶性肿瘤的患者中敲除HSCs中的CCR5基因。一名急性淋巴细胞性白血病患者的初步结果显示，完全供体嵌合体的缓解，并且敲除CCR5的供体细胞持续了19个月，没有基因编辑不良事件。然而，携带修改的淋巴细胞的百分比仅为5%，团队正在研究如何使过程更有效。另一种基于CRISPR-Cas9的HIV基因治疗产品是EBT-101（NCT05144386）。这种基因治疗作为单次静脉注射给药，并通过使用两个导向RNA靶向整合原病毒的三个位置的AAV传递。最近有三名患者参加了1期临床试验，该公司（Excision Bio Therapeutics, San Francisco, CA, USA）在2023年10月的欧洲基因和细胞治疗年会上提出的初步结果显示，没有剂量限制毒性或严重不良事件。 CRISPR-Cas 9可以用来靶向HIV-5′LTR，这是启动子区域，因此可以阻止潜伏病毒的复制或激活；CCR5或CXCR4区域，使细胞对感染有抵抗力；或促进HIV复制的限制因子，阻断它们的活性。虽然目前还没有CRISPR-Cas9基因治疗被批准作为HIV治愈方法，但FDA最近批准了第一种用于镰状细胞病的基于CRISPR-Cas9的细胞基因治疗方法，Casgevy（https://www.fda.gov/news-events/press-announcements/fda-approves-first-gene-therapies-treat-patients-sickle-cell-disease, 访问日期为2024年1月27日），突显了基因治疗的创新进步和CRISPR-Cas9作为HIV治愈方法的潜力。 8.结论  长期或永久表达抗HIV基因和修改CD4+和CD34+细胞以使它们对感染有抵抗力或允许破坏HIV生命周期是实现HIV治愈的重要策略。尽管联合抗逆转录病毒治疗的出现大大改善了患者的治疗结果和HIV感染者的生活质量，但治愈是可取的，特别是对于已经对当前方案产生耐药性的患者。至少提供功能性治愈的产品可能需要多重治疗剂与不同作用模式的组合，以最小化耐药性的机会，并且是长效的，或理想情况下需要单次给药。因此，至关重要的是要利用当前生物技术的进步来增强基因治疗方法，并使基因治疗产品更安全、更经济、更持久。 识别微信二维码，添加生物制品圈小编，符合条件者即可加入 生物制品微信群！ 请注明：姓名+研究方向！ 版 权 声 明 本公众号所有转载文章系出于传递更多信息之目的，且明确注明来源和作者，不希望被转载的媒体或个人可与我们联系(cbplib@163.com)，我们将立即进行删除处理。所有文章仅代表作者观点，不代表本站立场。