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▎药明康德内容团队报道“合成致死”是指两个非致死基因同时被抑制，导致细胞死亡的现象。利用这一机制找到肿瘤中的特异突变，再找到它的“合成致死搭档”，将有望特异性杀死癌细胞。众所周知的PARP抑制剂是首个利用“合成致死”概念在临床上取得成功的药物。PARP抑制剂之外，科学家们也在探索一些其它的“合成致死”新靶点，以期给癌症患者带来更多的治疗选择，ATR就是被寄予厚望的靶点之一。据不完全统计，当前全球范围内已有至少15款ATR抑制剂进入到临床试验阶段，研发公司既有诸如阿斯利康、德国默克、罗氏、拜耳等国际大药企，也有恒瑞医药、英派药业、正大天晴等中国公司。那么，ATR与疾病到底有何关联？当前，ATR抑制剂的开发现状是怎么样的？它们又有望惠及哪些患者？本文中就让我们来一起了解下。图片来源：123RF——✦ATR：癌症治疗新靶点✦——2005年，距离首次报道癌细胞有丝分裂图异常一个多世纪后，两项开创性的研究揭示了人类癌症中DNA损伤反应（DDR）的广泛激活。这些研究表明，癌细胞中基因组不稳定性的起源可能与DNA复制过程中出现的问题有关。此后不久，几份报告证实癌基因的表达会诱导复制应激（Replication Stress，RS）[2]。ATR中文全称是共济失调毛细血管扩张症和Rad3相关蛋白丝氨酸/苏氨酸激酶，它与毛细血管扩张共济失调突变（ATM）、DNA依赖性蛋白激酶催化亚基(DNA-PKcs)一起形成DNA损伤反应的核心激酶。虽然这三种激酶的序列相似，但它们针对的DNA损伤反应并不相同。其中，ATM和DNA-PKcs主要出现在DNA双链断裂修复中，ATR主要出现在复制应激中。图片来源：123RF现在人们已经知道，ATR是PI3K相关激酶（PIKK）家族的成员，也是细胞复制应激反应（RS Response，RSR）的中心介质，其调节细胞周期检查点的激活和DNA复制，以控制细胞分裂并保护基因组完整性。ATR主要感知复制叉停滞位点或其他DNA损伤来源引起的广泛单链DNA断裂并被激活。激活后，ATR通过启动一系列协调的下游反应来转导该信号，最终导致细胞周期进程的停滞和停滞的复制叉的稳定，从而实现DNA修复。研究发现，激活后的ATR会磷酸化多种下游底物，尤其是丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶CHK1。抑制ATR-CHK1信号通路会导致广泛的基因组不稳定、DNA双链断裂和复制叉崩溃。此外，抑制ATR还会导致不适当的细胞周期进展，无论复制压力或DNA损伤如何，都会过早进入有丝分裂，从而引发有丝分裂灾难和细胞凋亡[1]。总体而言，现有数据支持RS是癌症基因组不稳定性的主要来源，并且不断受到RSR的抑制。RSR因子在具有高水平复制损伤的癌症中被积极选择，这使得肿瘤细胞能够在RS存在的情况下生长。而且，越来越多的证据表明，许多具有高水平RS的肿瘤特别容易受到ATR缺失的影响。这些研究发现为开发ATR抑制剂治疗癌症提供了基础。——✦ATR的“合成致死”搭档✦——生物标志物的测定对于ATR抑制剂的开发至关重要，然而目前尚未建立起针对ATR抑制剂反应的整体生物标志物。目前正在研究的潜在生物标志物包括容易导致复制应激累积的个体基因组改变、能表明RSR升高的基因特征等等。ATM在DDR和RS的调节中与ATR具有重叠的功能，因此ATM功能障碍被描述为通过增加对ATR-CHK1信号通路的依赖，从而与ATR抑制剂组成“合成致死”搭档。因为染色质重塑复合物也部分参与DNA修复，具有肿瘤抑制功能的特定表观遗传修饰因子的缺陷也被认是ATR抑制作用的“合成致死”搭档，例如ARID1A、SETD2、PBRM1和转录激活因子BRG1（也称为SMARCA4）等。▲在合成致死相互作用的筛选中已鉴定出具有作为生物标志物潜在价值的基因组改变。（图片来源：参考资料[1]）众所周知，癌细胞利用端粒酶或替代性端粒延长(ALT)来维持端粒长度并实现复制永生。在癌细胞中，ATRX的缺失会导致细胞周期调节受损以及DNA复制后RPA-端粒关联持续存在。有研究发现，在ATRX缺失的癌细胞中抑制ATR会导致ALT破坏并引发染色体断裂和细胞凋亡，预示ATRX异常也可能是ATR抑制剂的潜在生物标志物。除了上述单个基因组改变之外，化学遗传学筛选还可以鉴定广泛的其他潜在基因组改变，作为ATR抑制剂的“合成致死”搭档，其中包括：RNAse H2复合体缺陷；APOBEC3A/B的改变；致癌基因激活，例如MYC扩增；RAS突变或NF1功能丧失；其他细胞周期检查点/DNA修复蛋白的缺陷，包括CCNE1扩增、TOPBP1、CDK12和ERCC1/XRCC1；剪接体热点突变，包括SF3B1、U2AF1和SRSF2；其他的还包括SPOP突变、PAX3-FOXO1融合癌基因表达、STAG2丢失或胞质铁硫(Fe-S)蛋白组装复合物的破坏等。不过，文章也指出，仍需要更进一步的数据来更好地理解这些改变与ATR抑制剂临床应用的相关性。——✦10余款ATR抑制剂进入临床阶段✦——ATR在调节RSR中的关键作用使该蛋白成为抗癌药物开发的一个有吸引力的靶标，可用于治疗复制应激升高或DNA修复缺陷的癌症。然而，由于ATR蛋白体积较大，开发特异性且有效的ATR抑制剂具有挑战性。同时，因为ATR活性仅限于S-G2期，并且所有磷脂酰肌醇3激酶相关激酶（PIKK）中的活性位点具有高度同源性，这使药物的选择性变得复杂。第一种被发现能抑制ATR的化学物质是咖啡因。然而，咖啡因在实验中使用的剂量非常高，它也会抑制其它几种PIKK。接下来，天然存在的化合物五味子素B被证明可以抑制ATR并消除G2-M期的检查点激活，尽管使用的浓度也很高。后来，科学家们通过几种不同的方法发现了有效的ATR抑制剂。例如，研究人员通过添加4-羟基-他莫昔芬可以在哺乳动物细胞中随意释放ATR活性的细胞系统的开发，使得基于细胞的高通量显微镜筛选特异性阻断ATR活性的化合物成为可能。同时，还有研究人员使用CHK1磷酸化作为ATR激活的指标发现CDK2抑制剂NU6027也可以作用于ATR。此外，科学家们直接使用重组ATR进行体外激酶反应，也鉴定了一系列以ATR为靶点而不影响ATM或DNA-PKcs的化合物。随着ATR领域研究的不断进展，全球范围内已涌现出了越来越多的ATR抑制剂。据不完全统计，目前至少有15款ATR抑制剂已进入到临床试验阶段，研发企业既有阿斯利康（AstraZeneca）、德国默克（Merck KGaA）、罗氏（Roche）、拜耳（Bayer）等国际药企，也有英派药业、正大天晴、恒瑞医药、泰德制药、智康弘义等中国公司。从适应症来看，这些在研ATR抑制剂主要针对不同的实体瘤，只有少数在研药物在开发针对血液癌症的临床研究。研究发现，单药之外，ATR抑制剂与化疗、PARP抑制剂、PD-1/-L1抑制剂等联用也能表现出良好的治疗效果。因此，联合治疗已成为ATR抑制剂的一个主要探索方向。从上表可以看出，目前有不少在研ATR抑制剂正在开展组合用药的临床研究，用药“搭档”主要包括放射治疗、化疗、PD-1/PD-L1抑制剂、PARP抑制剂。▲ATR抑制剂的潜在联合用药搭档（图片来源：参考资料[1]）上述靶点之外，在过去几年中，临床前研究也发现了越来越多其它在被抑制后有望与ATR抑制剂产生协同作用的潜在靶点，包括AXL、BET、exportin-1、Aurora激酶、CTP合酶和雄激素信号传导等。此外，还有研究发现ATR抑制剂和抗体偶联药物（ADC）组合也有可能产生协同的抗肿瘤作用。 ——✦挑战和未来✦——整体而言，ATR抑制剂的开发还处于早期阶段，目前尚未有产品上市。根据今年2月发表在Nature Reviews Clinical Oncology上的一篇综述，围绕ATR抑制剂未来开发的几个挑战仍然存在，包括：1）如何确定生物标志物，以便可以精准地选择患者；2）如何建立最佳给药方案和合理的组合治疗策略，使ATR抑制剂的获益最大化，同时使毒性最小化；3）如何分析该药物类别内药物之间的特异性差异性。这篇文章指出，ATR领域的进一步药物开发工作应优先考虑预测生物标志物的识别和完善，阐明ATR抑制剂的耐药机制，以及开发合理的组合，同时了解ATR功能的亚效性及其与不同RSR机制的串扰。希望随着研究的进展，靶向ATR的药物开发领域能取得更多突破，早日为癌症患者带来新的治疗选择。参考资料：（可上下滑动查看） [1]Ngoi, N.Y.L., Pilié, P.G., McGrail, D.J. et al. (2024) Targeting ATR in patients with cancer. Nat Rev Clin Oncol . https://doi-org.libproxy1.nus.edu.sg/10.1038/s41571-024-00863-5[2]Lecona, E., Fernandez-Capetillo, O. (2018)Targeting ATR in cancer. Nat Rev Cancer . https://doi-org.libproxy1.nus.edu.sg/10.1038/s41568-018-0034-3[3]中国药物临床试验登记与信息公示平台官网. From http://www.chinadrugtrials.org.cn/index.html[4]Clinicaltrials网站，From https://www.clinicaltrials.gov/[5]各公司公开资料。本文来自药明康德内容团队，欢迎个人转发至朋友圈，谢绝媒体或机构未经授权以任何形式转载至其他平台。转载授权请在「医药观澜」微信公众号留言联系我们。其他合作需求，请联系wuxi_media@wuxiapptec.com。免责声明：药明康德内容团队专注介绍全球生物医药健康研究进展。本文仅作信息交流之目的，文中观点不代表药明康德立场，亦不代表药明康德支持或反对文中观点。本文也不是治疗方案推荐。如需获得治疗方案指导，请前往正规医院就诊。

基因疗法、眼科基因治疗、基因编辑、AAV工艺质控，点击图片查询议程，合作热线：王晨 180 1628 8769撰文丨蒋罗颖、王大奇、汤洪海超过全球人口的5%，即4.66亿人患有致残性听力障碍（中度以上听力障碍），其中3400万是儿童。中国致残性听力障碍患者约7000万，每年新生3万聋儿，其中60%是由遗传因素也就是基因缺陷引起。尽管目前已有150多种耳聋基因得到鉴定，但临床上尚无可以治疗的药物。随着生物医药技术的革新和发展，基因治疗目前被认为是根治遗传疾病最有前景的策略。基因治疗（gene therapy）是一种通过操纵目的基因来实现疾病治疗的技术，主要包括基因替代（gene replacement）、基因抑制（gene suppression）和基因编辑（gene editing）等策略。近日，复旦大学附属眼耳鼻喉科医院舒易来教授团队在美国细胞与基因治疗学会会刊 Molecular Therapy上发表了题为：Advances in gene therapy hold promise for treating hereditary hearing loss 的综述论文。该论文系统、全面论述了遗传性耳聋的分类及细胞学机制，并重点阐述了三种主要的基因治疗策略在遗传性耳聋临床前试验中的成功应用及现有临床试验进展，最后讨论了遗传性耳聋基因治疗的现有挑战和未来应用前景。Molecular Therapy是国际上基因和细胞治疗领域顶级期刊，该杂志国际审稿人对于该论文给予了高度评价，认为“本文主要通讯作者舒易来医生作为具有强大科学背景的临床医生，在耳聋基因治疗领域做出了多项重要的原创性贡献”，同时评价“本文对临床转化的总结和观点会引起读者兴趣、富有意义”。（＂The senior authors have been active in the field for a number of years and haveauthored several important original articles…Written by clinicians with a strong scientific background, the translational aspects of the research are highlighted and an overview of recently approved clinical trials is presented together …Overall, I believe that the article is of interest to the readers of Molecular Therapy …＂）.就遗传性耳聋而言，鉴于内耳是一个相对封闭且充满液体（内淋巴液和外淋巴液）的腔室，理论上，基因治疗药物（如病毒、核苷酸、核蛋白复合体等）通过局部给药后可随淋巴液扩散至众多内耳靶细胞而相对不易大量外泄，因此内耳比较适合开展基因治疗。随着基因操控工具的不断迭代更新，尤其是CRISPR-Cas9系统的出现和不断优化，近年来遗传性耳聋的基因治疗取得了令人瞩目的进展。在临床前研究中，超过40项研究利用基因治疗策略成功纠正了20余个致聋基因相关动物模型的听力。值得一提的是，全球已有三项遗传性耳聋的基因治疗临床试验被批准，其中包括复旦大学附属眼耳鼻喉科医院的舒易来教授团队主导的项目，该项目率先完成了全球首例OTOF遗传性耳聋患者的体内给药，该领域我国学者走在了国际最前沿。1.遗传性耳聋的分类根据除听觉系统外是否有其它器官的临床症状，遗传性耳聋可分为综合征型听力障碍（syndromic hearing loss，SHL）和非综合征型听力障碍（non-syndromic hearing loss，NSHL）。1.1.非综合征型遗传性耳聋约70%的遗传性耳聋患者为非综合征型。NSHL最常见的遗传方式是常染色体隐性遗传（75%-80%），其次是常染色体显性遗传（20%），X染色体连锁遗传（＜2%）和线粒体遗传（＜1%）。迄今为止，已有120多个基因被报道与NSHL相关。其中GJB2是最常见的致病基因（21.6%），其次是STRC（16.1%）、SLC26A4（6.6%）和TECTA（5.2%）。1）常染色体隐性NSHL（ARNSHL）通常是语前聋，常表现为所有频率的重度到极重度耳聋。到目前为止，已有78个基因突变被报道与ADNSHL相关，包括GJB2、STRC、SLC26A4、GJB6、TMC1、OTOF、CDH23、MYO6和SYNE4等。2）常染色体显性NSHL（ADNSHL）通常是语后聋，其耳聋程度比ARNSHL轻。已有51个耳聋基因被报道，常包括编码电压门控钾离子通道的KCNQ4基因、编码α-tectorin的TECTA基因、WFS1基因和COCH基因的突变。有趣的是，某些ADNSHL在不同频率下有不同程度的听力损失，例如，KCNQ4基因突变通常导致高频听力损失，而WFS1基因突变患者则导致低频听力损失。3）X染色体连锁和线粒体非综合征型耳聋NSHL相对少见。5个基因（POU3F4、PRPS1、SMPX、AIFM1和COL4A6）与X连锁NSHL相关，其中转录因子POU3F4的突变是最常见的致聋原因。线粒体12S核糖体核糖核酸（rRNA）的A1555G突变和C1494T突变是线粒体遗传模式，不同于直接引起的听力损失，这两个线粒体基因的突变会导致患者对氨基糖苷类抗生素非常敏感，从而在给予治疗剂量的药物时会发生听力损失。1.2.综合征型听力损失SHL常伴有其它系统的临床表现，包括眼睛、心脏、肾脏、神经系统、皮肤、骨骼等，占遗传性耳聋的30%。SHL中以Pendred综合征、Usher综合征（USH）和Waardenburg综合征（WS）最为著名；而USH、Pendred综合征和Jervell and Lange-Nielsen综合征（JLNS）已在临床前动物模型研究中成功获得内耳基因治疗。1）Usher综合征以感音神经性耳聋、视网膜色素变性和前庭功能障碍等为主要临床特征。在40种影响视力的听力损失中，高达50%是由Usher综合征引起，每10万人有3.5 ~ 6.2人患病。目前，USH有两种分类方式，包括临床异质性和遗传异质性分类。就临床异质性而言，根据发病年龄、表型严重程度和前庭功能是否受影响，USH可细分为三种临床分类：USH1、USH2和USH3。就遗传异质性而言，每种亚型的USH可归因于多个基因突变——USH1（MYO7A、USH1C、CDH23、PCDH15、USH1G和CIB2）、USH2（USH2A、ADGRV1和WHRN）和USH3（CLRN1）。这些基因编码的蛋白质在内耳耳蜗和前庭以及视网膜的光感受器细胞中表达，因此解释了为什么USH会同时影响听觉和视觉系统。2）Pendred综合征也称为耳聋-甲状腺综合征，是最常见的常染色体隐性SHL之一，患病率约为7.5/100,000。患该综合征的病人不仅表现于导水管扩张，而且还可表现出前庭功能障碍以及甲状腺肿。目前，已确定Pendred的致病基因有：SLC26A4、FOXI1和KCNJ10。大约一半以上的病例与SLC26A4突变相关。SLC26A4基因编码pendrin蛋白，是一种多功能阴离子交换蛋白，主要表达于内耳和甲状腺，对耳蜗内淋巴和甲状腺细胞的离子稳态至关重要。3）Jervell and Lange-Nielsen综合征（JLNS）表现为心律失常和感音神经性耳聋，患病率为1.6-6 / 1,000,000。该类患者心律失常的主要表现为QT间期延长。目前认为JLNS与两个耳聋基因（KCNQ1和KCNE1）突变有关，它们分别导致JLSN1和JLSN2，其中KCNQ1突变较为常见（约占90%）。这两个致病基因编码的离子通道蛋白对心脏和耳蜗的功能至关重要。4）Waardenburg综合征（WS）是一种听觉-色素性疾病，常表现于常染色体显性遗传，患病率为1/42,000。研究发现，常导致该疾病的基因主要包括EDN3、EDNRB、MITF、PAX3、SNAI2和SOX10等。鉴于这些基因对黑素细胞的形成和发育至关重要，因此，除听力损失外，WS以头发、皮肤和眼睛色素沉着丧失为特征。对此，根据突变基因所伴随的症状，将WS分为4种亚型。其中，1型和2型较常见，3型和4型较罕见。2.遗传性耳聋的细胞学机制哺乳动物的耳蜗由不同类型的细胞组成，这些细胞因其独特的基因表达模式而具有不同的功能。根据基因在耳蜗不同组织或细胞中的表达分布，耳聋基因大致分为三大类（图1）：1) 在听觉毛细胞（HCs）中表达的基因； 2) 在支持细胞（SCs）中表达的基因；3) 在血管纹（SV）中表达的基因等。已有的研究显示，这三类致病基因是内耳基因治疗的常见靶点。当然，也有部分耳聋基因表达于耳蜗其它部位，如螺旋神经节神经元（SGN）、内外沟细胞、盖膜和Reissner膜等。通常，这些致病基因的表达部位为病毒载体的选择和治疗窗口的评估以及基因治疗系统的设计提供了有力的指导。图1：遗传性耳聋常见致病基因 (诊断率≥1%) 的主要表达部位2.1.毛细胞耳聋基因超过一半的耳聋基因在耳蜗毛细胞中表达，因此毛细胞更受到基因治疗的关注。耳蜗内有两种类型的毛细胞：对声音做出反应的单排内毛细胞（inner hair cells，IHCs）和放大声音的三排外毛细胞（outer hair cells，OHCs）。在HCs的顶端表面有一束用于机械电转导的静纤毛；在HCs的基底有负责将神经递质释放到SGN的带状突触。常见主要表达于内外毛细胞的基因包括MYO15A、MYO7A、USH2A、CDH23、MYO6、TMC1、PCDH15等。然而，另外一些基因则主要表达于IHCs或OHCs。例如，对带状突触的神经传递至关重要的OTOF和对传入突触的谷氨酸释放至关重要的VGLUT3主要在IHCs中表达，而对毛束凝聚至关重要的STRC、对钾离子稳态至关重要的KCNQ4和对细胞核定位至关重要的SYNE4基因主要在OHCs中表达。2.2.支持细胞耳聋基因具有支持功能的SCs对维持HCs的结构完整和功能正常具有重要意义。GJB2、GJB3和GJB6主要表达在SCs中，分别编码缝隙连接蛋白26、31和30。在NSHL病例中，GJB2和GJB6的变异占比大，而GJB3的突变较罕见。缝隙连接蛋白26和30是耳蜗中两个主要连接蛋白，在SCs中组装成缝隙连接，对于K+、Ca2+以及细胞信号和营养分子交换至关重要。2.3.血管纹耳聋基因血管纹位于耳蜗外侧壁，在维持内淋巴内高浓度K+的过程中起关键作用，而内淋巴内高浓度K+是HC发挥功能的先决条件。SV由三层细胞（边缘细胞、中间细胞和基底细胞）组成，通过离子通道将钾离子从外淋巴泵到内淋巴。因此，与离子通道（如KCNQ1、KCNE1和KCNJ10）或细胞层完整性所需的紧密连接分子（如CLDN11）相关的基因突变可导致听力障碍。3.遗传性耳聋的基因治疗根据遗传性疾病的遗传类型和致病机制，不同的致病机制的基因突变应选用合适的基因治疗策略（图2）。隐性遗传病主要是由两个等位基因的功能缺失（loss-of-function，LOF）引起；显性遗传病更为复杂，有三种主要的分子机制：1）单倍剂量不足（haploinsufficiency，LOF），指的是一个等位基因的功能缺失，但另一个等位基因不足以维持基因的功能；2）显性负（dominant-negative，DN）效应，即突变等位基因不仅无功能，而且干扰正常等位基因产物的功能；3）功能获得（gain of function，GOF），指的是致病性等位基因基因产物剂量或活性增加（图2B）。不同的基因治疗策略有着不同的工作方式（图2A）。基因替代策略是通过递送正常基因以提供充足的有功能蛋白，适用于隐性遗传病和单倍剂量不足的显性遗传病（图2）。基因抑制策略是通过反义寡核苷酸（ASO）或RNA干扰（RNAi）技术在mRNA水平抑制突变基因表达，该方法可用于DN和GOF导致的显性遗传性疾病（图2）。基因编辑策略主要包括CRISPR/Cas9核酸酶非同源末端连接（NHEJ）修复方式介导的基因敲除（gene disruption）策略，通过敲除突变基因，可应用于DN和GOF导致的显性遗传性疾病；以及CRISPR/Cas9介导的同源重组修复（HDR）、碱基编辑器和先导编辑器介导的基因修复（gene correction）策略，可直接纠正基因突变位点，因此显性、隐性遗传性疾病均适用（图2）。图2 单基因疾病的基因治疗策略。(A) 三种主要的基因治疗策略。(B)单基因疾病的发病机制及对应的基因治疗方法。3.1.基因替代基因替代治疗是最常见的基因疗法，已被广泛用于治疗隐性遗传性耳聋。自2012年在Vglut3敲除小鼠模型中报道了首例有效的遗传性耳聋基因替代治疗研究以来，大量遗传性耳聋的基因替代治疗研究相继涌现。其中研究较多的基因替代治疗靶点包括TMC1、USH相关基因、OTOF等。针对这些靶点，递送顺利与否也成了基因治疗成功的关键。当前，尽管AAV是内耳基因替代治疗最常用的生物递送工具，但由于其有限的包装容量（～4.7 kb），很难实现大基因的递送。令学界欣喜的是，经过科学家们不懈的努力，终于开发出基于核酸重组或蛋白重组方法的双AAV递送策略，以解决较大耳聋基因的递送问题。其中也包括舒易来教授团队开发的蛋白水平重组技术，该团队采用AAV-PHP.eB成功地将OTOF基因约6 kb的cDNA分为两部分共同递送至Otof-/-小鼠内耳中，并重组成完整的OTOF蛋白，成功恢复了该小鼠模型的听力，回复到接近完全正常。由于基因替代疗法具有效率高和操作易等特性，其在治疗遗传性耳聋方面取得了很大的成功。然而，该策略也存在一些局限。例如，由于此方法无法根据细胞的需要准确地调控基因的表达，因此可能存在基因过度表达或异位表达的风险。此外，由于单个AAV的负载能力有限，通过多个病毒载体介导的大外源基因递送仍具有挑战性。3.2.基因抑制基因抑制疗法可以在不干扰DNA的情况下在RNA水平进行调控从而改变基因的表达，主要包括两种技术：ASO和RNAi。1）ASO是经过修饰的合成核酸序列，能通过结合互补的RNA序列上调/下调基因的表达，或改变蛋白质的异构体。ASO可作为基因抑制疗法的一种工具，通过降解靶mRNA或调节mRNA的选择性剪接来抑制突变基因的表达。ASO治疗策略主要被应用与USH1C基因的c.216G＞A突变，该突变导致了阿卡迪亚人群中全部的I型Usher综合征。USH1C c.216G＞A突变产生了一个隐式剪接位点，导致USH1C mRNA及其编码的harmonin蛋白被截短。因此，与基因替代策略相比，ASO是一种理想的阻断USH1C基因异常剪接位点的方法。然而，ASO目前仅被报道用于USH的体内治疗。舒易来团队最新研究发现ASO在体外耳聋患者细胞中，可有效纠正Slc26a4耳聋基因中国人最常见的c.919-2A>G突变的错误剪接。然而，ASO是否适用于其他类型的遗传性耳聋还需要进一步探索。2）RNAi技术是指通过短干扰RNA（siRNA）和微小RNA（miRNA）中和靶向mRNA分子来抑制基因表达。siRNA以及miRNA已在动物模型中被分别应用于治疗GJB2 p.R75W以及TMC1 c.T1253A 突变引起的遗传性耳聋。除了这些传统的RNAi工具，CRISPR/Cas13 RNA编辑系统已成为一种具备更高特异性的新型RNA干扰工具。最近，舒易来团队采用贝多芬小鼠（Tmc1基因突变小鼠）探索了Cas13d的潜在治疗作用。该团队发现CRISPR/Cas13系统在体内降低了70%的Tmc1突变mRNA，从而改善了小鼠的听觉功能。这项概念验证研究证明了RNA编辑工具治疗遗传性耳聋的安全性和有效性。然而，基于cas13的RNA编辑系统是否适用于成年小鼠遗传耳聋的治疗尚需要进一步研究。基因抑制治疗策略在不导致永久DNA破坏的情况下沉默基因的表达，具有较大的应用前景。然而，该策略是否存在潜在的脱靶效应以及基因表达不完全/暂时阻断的潜在性仍有待探索。3.3.基因编辑基因编辑是通过碱基的添加、删除和替换目标位置改变DNA的序列。主要包括基因敲除和基因修复等策略。1）基因敲除2014年哈佛大学的著名基因编辑和听觉医学专家 David Liu、Zheng-Yi Chen、舒易来等合作，国际上首次报道CRISPR/Cas9在体内对内耳细胞成功进行了基因编辑（以SpCas9-gRNA核糖核蛋白复合体）。随后，David Liu 和 Zheng-Yi Chen 将SpCas9-gRNA技术应用于TMC1 Bth耳聋小鼠模型，改善了该小鼠的听觉功能。此后，基因敲除技术已被成功应用于MYO6、KCNQ4、PCDH15等基因的显性负效应突变。针对Myo6 p.C442Y突变，舒易来团队开发了一个高效的靶向毛细胞的基因敲除治疗系统，将该系统注射到Myo6WT/ C442Y新生小鼠的内耳中可特异性敲除突变等位基因，从而改善突变小鼠的听力功能。然而，由于耳蜗组织中含有许多非靶向细胞，在体内很难准确评估基因敲除效率，而基因敲除效率是评估治疗效果和未来临床转化的关键因素之一。为了解决这一局限性，该团队以了Atoh1-GFP; Kcnq4 c.683G＞A杂交两种突变小鼠模型，成功标记耳聋模型中耳蜗毛细胞，用于精确检测毛细胞内的基因编辑效率。该团队研究发现分选出标记的阳性细胞的编辑效率可达34.1%，而通过检测整个耳蜗的编辑效率仅为1.45%，该研究表明准确检测毛细胞中的编辑效率方法的成功建立，并证明Cas9核酸酶可以在体内高效编辑毛细胞。2）基因修复鉴于大多数遗传性耳聋是由隐性遗传性突变引起，这些突变需要被修复，而不是被敲除。因此，基因修复工具（包括碱基编辑器、先导编辑器和Cas9核酸酶介导的HDR）可以精确纠正突变位点，是很有前景的治疗方法。由于HDR的编辑效率低，碱基插入或缺失副产物水平高，且通常仅在细胞分裂时活跃，因此利用该方法治疗遗传性耳聋的研究难度很大。有团队报道，以CRISPR/Cas9介导的HDR在小鼠受精卵中纠正了Cdh23ahl突变等位基因，挽救了其相关的年龄相关听力损失。随后，舒易来等团队采用了HDR的优化版—同源介导的末端连接（HMEJ）在体修复了Klhl18纯合隐性突变小鼠模型的听觉功能，听力维持时间至少6个月。随着基因修复工具的推陈出新，新型的基因编辑工具如碱基编辑器以及先导编辑器能够在不断裂DNA的前提下对基因进行直接的修复。目前主要的碱基编辑器有:催化C→T（或G→A）转换的胞嘧啶碱基编辑器（CBEs）和介导A→G（或T→C）转换的腺嘌呤碱基编辑器(ABEs)。由于人类的大多数遗传病是由点突变引起的，DNA编辑器在遗传病的治疗中具有巨大的潜力。David Liu团队已成功将CBE应用于隐性Tmc1突变的Baringo小鼠模型，该系统可使内耳中C•G点突变逆转为野生型T•A，从而改善小鼠的听力功能，但是因为编辑效率低等原因，听力只维持了大约2周。碱基编辑器的局限性之一是太大而无法被包到单个AAV中。最近，David Liu团队通过最小化ABE和AAV的组分，成功设计了一种单AAV ABE系统，当在小鼠眼眶后递送时，该系统在许多器官（如肝脏、心脏和肌肉）显示出较高的碱基编辑效率。此外，未来可以通过提高载体的递送效率和碱基编辑器的表达来进一步推进这一策略。除了DNA编辑器，舒易来联合杨辉教授团队开发出了既不切割DNA，也不切割RNA的RNA碱基编辑器治疗策略，可在RNA水平进行碱基的精确校正。该研究团队研究了基于Cas13的RNA ABE在Myo6C442Y/+小鼠的治疗效果，研究结果表明该RNA编辑系统能够纠正突变的Myo6等位基因，并恢复小鼠听觉功能，证明了RNA碱基编辑器在治疗遗传性耳聋中的重要价值。然而，碱基编辑器目前尚不能实现所有12种碱基改变类型。一种名为“先导编辑器”的新型基因编辑工具克服了这一障碍，该工具可以纠正12种点突变类型，同时也能实现DNA片段的插入或缺失。目前，先导编辑器已在成年小鼠视网膜中成功编辑了Dnmt1基因，但其是否适用于遗传性耳聋的治疗尚未报道，值得进一步研究。在内耳基因治疗的研究中，基因校正工具仍被认为是一种极具前景的基因治疗选择，但仍需要进一步提高其编辑效率等。4.遗传性耳聋基因治疗临床试验针对遗传性耳聋的基因治疗，已有包括我国舒易来团队项目在内的3项针对OTOF基因突变治疗的临床试验正在进行中。另外两个项目由美国两家医药公司——Akouos和Decibel Therapeutics实施。Akouos公司设计的AK-OTOF试验性新药申请（IND）是美国食品药品监督管理局（FDA）于2022年9月批准的第一份遗传性耳聋基因治疗新药申请。AK-OTOF是由泛启动子控制，由AAVAnc80载体负载的人耳畸蛋白cDNA的候选产品，目的是在内耳中表达有功能的耳畸蛋白。该团队临床前研究表明， AK-OTOF促进了otoferlin蛋白在小鼠和灵长类动物内毛细胞中的表达，并恢复了Otof-/-小鼠长达至少6个月的听力功能。该候选药物的安全性已被证实，其并未导致小鼠和灵长类动物的耳蜗功能以及全身组织病理学异常。Akouos正计划在儿童中开展I/II期临床试验，以评估其在人体中的安全性、耐受性和有效性，前两名儿童参与者年龄在7岁左右，随后招募的参与者年龄可能最小为2岁。随后，Decibel Therapeutics公司开发的DB-OTO于2022年10月获得了FDA的批准，该公司预计将在2023年上半年启动I/II期临床试验。DB-OTO的人otoferlin cDNA由双AAV1载体携带，并由毛细胞选择性启动子控制。其在小鼠进行的临床前研究表明，DB-OTO给药可使Otof-/-小鼠的听觉功能持续改善至52周龄。在非人灵长类动物的临床前研究表明，局部耳蜗内注射后otoferlin在耳蜗基底膜全长表达。该公司的临床试验人群与Akouos大致相同，但其后续将招募包括两岁以下的儿童。舒易来团队联合上海鼎新基因科技有限公司研发的基因治疗候选药物RRG-003是由AAV载体携带的人otoferlin cDNA。该团队通过圆窗给药纠正了Otof-/-小鼠的听力损伤，且持续时长达至少6个月。在临床试验中，该团队采用微创内耳给药。其纳入第一批患者年龄为3-10岁，第二批患者年龄将小于3岁的患者，该团队目前已完成全球首例遗传性耳聋患者的体内给药，目前正在进行安全性和听力改善评估。5. 遗传性耳聋基因治疗面临的挑战5.1.成年鼠的干预由于人的内耳在出生时就已经发育成熟，相当于已经成年的小鼠耳蜗，因此研究基因治疗策略能否成功挽救具有成熟内耳的成年小鼠模型的听觉功能具有重要意义。然而，在成年小鼠模型中进行基因治疗存在一些挑战。首先，在不干扰内耳淋巴环境的情况下，成年小鼠的内耳递送尤为困难。新生小鼠的耳囊是软骨的，可以用玻璃微管直接穿透。相比之下，成年小鼠的耳囊是完全骨化的，因此很难在不影响听觉功能的情况下进行骨性覆盖物注射。其次，病毒载体在成年小鼠内耳细胞中的转导效率较低，尤其是在外毛细胞、支持细胞中。因此，有必要进一步探索或优化具有更高成年小鼠耳蜗细胞转导效率的载体。5.2.治疗效果的持续时间由于哺乳动物内耳中的许多细胞被认为是终末分化并且缺乏再生能力的，因此内耳基因疗法的治疗在理论上是持久的。然而，在动物模型实践中，基因治疗的持续时间变化很大，从几周到几个月或一年不等。基因治疗的持续时间可能与特定基因导致的病理生理以及研究中使用的动物模型有关。此外，随着时间推移，基因治疗的疗效降低可能是因为产生了针对病毒载体和外源性基因的中和抗体，或者是由于基因治疗系统编辑效率低而未被纠正的内耳细胞本身的功能进行性恶化所致。因此，内耳基因治疗能否获得更持久、更稳定的治疗效果仍需进一步研究。从这个角度而言，基因编辑可能是一个较好的选择，因为基因编辑是永久性的，但其编辑效率仍需进一步提高。5.3.递送载体的特异性、安全性和容量许多耳聋相关基因仅表达在内耳的特定细胞中，需要一定的环境才能发挥作用，这意味着AAV转导的特异性具有重要意义。限制基因治疗系统在非靶向细胞中表达的一种方法是将细胞特异性miRNA结合元件与载体盒结合，从而用特异性miRNA沉默细胞中的表达。在靶细胞中调节基因表达的另一种方法是利用细胞特异性启动子。与CMV或CAG等泛启动子不同，针对特异细胞具有特异性AAV有其优势。但此领域仍然需要探索，尤其是那些足够小的启动子，以便包装于AAV载体中，同时为治疗元件留出足够的空间，以提高AAV载体的特异性。对于AAV的安全性。一方面需要考虑机体对其衣壳的潜在免疫应答，尽管AAV的免疫原性通常低于其他病毒载体，通过对AAV衣壳进行改造或降低抗AAV抗体水平，可以规避AAV的免疫效应。如前文所述，通过在内耳应用双AAV系统，已部分解决了AAV载体的容量限制。尽管这些研究获得了较好的结果，但全长基因的表达水平仍有待提高。这个问题可能是由于同一细胞被不同载体转导的概率较低，以及不同部分限速了基因重组过程。5.4临床前试验动物模型在内耳研究中，小鼠模型因其基因组特征明确以及与人类内耳非常相似而成为最常见的实验动物。然而，为了将基因治疗策略推进到人类临床试验，有必要在更大的动物模型（如非人灵长类动物）中测试有效性或安全性。已有研究通过成功地向恒河猴的内耳注射生理盐水，而不破坏内耳功能。基于这项研究，研究人员已经证明了AAV9-PHP.B、AAV-S、Anc80L65和AAV1在非人灵长类动物耳蜗内的有效转导。6.遗传性耳聋基因治疗未来前景和展望基因治疗是一种极具前景的遗传性耳聋治疗方法，它可以提供传统医学无法实现的听觉精准治疗。为进一步推进遗传性耳聋基因治疗的临床转化，未来的研究可以从以下几个方面进一步进行推进：1）优化现有基因治疗工具的疗效和特异性，尝试应用先导编辑器等新兴工具提高治疗效果，同时最大限度地减少脱靶效应；2）优化载体，提高其转导效率和特定细胞亚群的特异靶向性；3）优化给药路径和方法，尽可能提高微创技术和水平，方便基因治疗系统安全递送到内耳；4)由于CRISPR/Cas9系统的gRNA无法进入哺乳动物线粒体，因此可以重新利用目前已不常用但有潜力的基因编辑工具，如锌指核酸酶（ZFN）和转录激活因子样效应物核酸酶（TALEN）来治疗线粒体耳聋基因突变；5）加强耳聋基因检测以诊断遗传性耳聋患者的遗传学病因，为临床医生提供更多关于特定突变和临床表型对应的信息，这对于确定内耳基因传递的合适治疗窗口和制定个性化治疗方案至关重要。综上，内耳基因治疗的不断发展为遗传性耳聋的治疗提供了新的希望，并为其他遗传性疾病的治疗提供了新的借鉴。7.团队介绍复旦大学附属眼耳鼻喉科医院舒易来医生和何英姿副研究员为论文共同通讯作者，蒋罗颖研究生和王大奇助理研究员为论文的共同第一作者。通讯作者介绍：舒易来，复旦大学附属眼耳鼻喉科医院耳鼻喉科研究院副院长、医工交叉创新研究院副院长、遗传性耳聋诊治中心主任，博士生导师，哈佛大学医学院博士后，国家杰出青年、优秀青年人才基金获得者，并获得上海市银蛇奖、浦江人才、曙光学者、上海市卫健委“医苑新星”杰青、上海市青年五四奖章等，兼任复旦大学生物医学研究院和医学神经生物学国家重点实验室课题组长。2010至2014年在哈佛大学医学院从事听觉医学研究。熟练掌握耳鼻咽喉头颈外科疾病诊断和手术技巧，尤其擅长遗传性耳聋诊治和耳显微、耳内镜微创、耳神经外科等手术，长年聚焦耳聋基因治疗及临床转化研究等，相关研究成果发表于 BMJ、Science Translational Medicine、Neuron、Cell Research、Molecular Therapy、Nature Communications、Human Gene Therapy（封面导读）等国际著名杂志，并被 Cell、Nature Medicine 等杂志引用2474余次。近5年6次在国际权威大会发言，2015-担任美国耳鼻咽喉头颈外科研究学会(ARO)国际委员会委员（中国代表），任中国生物物理学会听觉、言语和交流研究分会常委、上海市医学会耳鼻咽喉头颈外科分会青委等。论文链接：https://www-cell-com.libproxy1.nus.edu.sg/molecular-therapy-family/molecular-therapy/fulltext/S1525-0016(23)00064-3基因疗法、眼科基因治疗、基因编辑、AAV工艺质控，点击图片查询议程，合作热线：王晨 180 1628 8769戳“阅读原文”立即领取限量免费参会名额!

前言成纤维细胞生长因子（FGF）通过FGF受体（FGFR1-4）发出信号，协调胎儿发育，有助于组织和全身稳态，但FGFR基因的融合、重排或突变也可能促进肿瘤发生。FGFR融合可分为I型（非受体型，由融合伴侣的N端置换引起，如BCR-FGFR1和ZYM2-FGFR1）、IIa型（受体型，也由融合伴侣N端置换产生；如FN1-FGFR1、KLK2-FGFR2）或IIb型（受体型，由融合伴侣C端置换产生；如FGFR2-BICC1、FGFR3-TACC3）。在实体瘤中检测到的FGFR变化包括非小细胞肺癌中的FGFR1扩增（20%）、乳腺癌中的FGFR 1/2扩增（7-23%）、尿路上皮癌中的FGFR3突变（10-60%）或FGFR3融合（6%）、肝内胆管癌中的FGFR2融合（10-20%）、子宫内膜癌中的FGFR2突变（12%）和胃癌中FGFR2的扩增（5-10%）。在约7.0%的未经选择的癌症患者中可以检测到FGFR基因的改变。目前，已经开发出了多种FGFR靶向药物，包括泛FGFR抑制剂（erdafitinib和futibatinib）、FGFR1/2/3抑制剂（infigratinib和pemigatinib），以及一系列更具特异性的药物，其中一些已进入临床使用。Erdafitinib已被批准用于携带FGFR2/3突变的尿路上皮癌患者，futibatinib和pemigatinib被批准治疗携带FGFR2融合或重排的胆管癌患者。这些药物的临床益处在一定程度上受到高磷血症的限制，这是由于FGFR1的脱靶抑制以及FGFR基因中耐药性突变的出现。下一代小分子抑制剂，如lirafugratinib和LOXO-435，以及FGFR2特异性抗体bemarituzumab，有望降低高磷血症的风险，并有能力克服某些耐药性突变。FGFR的结构和信号通路FGFs由具有球状或非典型β三叶结构的保守核心结构域组成，可分为典型FGFs（FGF1-10、FGF16-18、FGF20和FGF22）、内分泌型FGF（FGF19/FGF15、FGF21和FGF23）以及FGF同源因子（FGF11-14）。全长FGF受体（FGFR1-4）是I型跨膜蛋白，具有三个细胞外免疫球蛋白样结构域和一个胞内酪氨酸激酶结构域。典型的FGF与硫酸乙酰肝素辅因子一起通过FGFR传递信号，而内分泌型FGF与klotho共受体（KLA和KLB）和硫酸乙酰肝素辅助因子一起通过FGFR传递信号。FGF–FGFR信号传导参与细胞存活、增殖、代谢、迁移和分化，包括生理作用，如协调胎儿发育和维持组织和/或全身稳态。这些受体也可以驱动肿瘤的发展。FGFR中配体依赖性二聚化或病理改变通过自身抑制机制释放而导致内源性激酶激活。FGFR激活导致FRS2依赖性激活PI3K–AKT、RAS–ERK和磷脂酶Cγ（PLCγ）依赖性二酰基甘油（DAG）–PKC和IP3–Ca2+信号。癌症患者的FGFR改变通过异常的FGFR信号传导促进肿瘤发生：FGFR扩增导致FGFR过度表达和下游信号通路过度激活；FGFR融合或重排导致融合伴侣介导的FGFR二聚化、磷酸化改变和异常的下游信号传导；细胞外区或跨膜结构域中的FGFR突变通过改变对FGF配体的特异性或亲和力，以及配体非依赖性二聚化来激活FGFR；酪氨酸激酶结构域中的FGFR突变由于自身抑制机制的破坏而结构性性地激活FGFR。小分子FGFR抑制剂几种小分子FGFR抑制剂已被开发用于治疗具有FGFR改变的癌症患者，如尿路上皮癌、乳腺癌、胃癌、肝癌、肺癌、卵巢癌和宫颈癌。能够与酪氨酸激酶结构域的ATP结合位点结合的FGFR抑制剂通常分为多激酶FGFR抑制剂或选择性FGFR抑制剂。Derazatinib、dovitinib、tasurgratinib、lenvatinib、lucitanib、nintedanib和ponatinib都是多激酶FGFR抑制剂，对FGFR以外的多种RTK具有活性。然而，由于其广泛的活性，与选择性FGFR抑制剂相比，多激酶FGFR抑制剂的作用机制和不良反应都很复杂。选择性FGFR抑制剂包括泛FGFR、FGFR1/2/3和FGFR2/3抑制剂以及选择性FGFR2、FGFR3或FGFR4抑制剂。泛FGFR抑制剂包括 erdafitinib, futibatinib, rogaratinib和resigratinib；FGFR1/2/3抑制剂包括pemigatinib, infigratinib, fexagratinib和zoligratinib；Lirafugratinib是一种选择性FGFR2抑制剂，LOXO-435是一种选择FGFR3抑制剂，roblitinib和fissotioninib是选择性FGFR4抑制剂。目前，根据在II期试验中观察到的疗效和耐受性，美国食品药品监督管理局（FDA）在这些适应症的二线或更后线的治疗中加速批准erdafitinib、futibatinib、infigratinib和pemiginib。在erdafitinib的临床研究（BLC2001）中，根据FGFR3或FGFR2/FGFR3融合物中至少一种突变的存在，选择局部晚期和/或不可切除的尿路上皮癌患者。整体队列的ORR为40%，中位无进展生存期（mPFS）和中位总生存期（mOS）分别为5.5个月和13.8个月。46%的患者出现≥3级不良事件，在初步分析中包括低钠血症（11%）、口腔炎（10%）和乏力（7%），以及长期随访的指甲（15%）、口炎（14%）和皮肤事件（8%）。在FIGHT-203的II期研究中，在携带I型FGFR1融合（如ZMYM2–FGFR1或BCR–FGFR2）的MLN患者中测试了pemiginib的药效和安全性。其中77%（24/31）的患者对pemiginib有完全响应。常见的≥3级不良事件包括贫血（18%）、口腔炎和四肢疼痛（均为12%）。2022年8月，FDA批准了pemiginib用于携带FGFR1融合的复发性和/或难治性MLN患者。任何级别的高磷血症都发生在大多数接受泛FGFR抑制剂或FGFR1/2/3抑制剂的患者中。这种不良反应很可能反映了泛FGFR或FGFR1/2/3抑制剂对FGF23信号传导的抑制，因为这种分泌蛋白依赖于与近端小管上皮细胞膜上的FGFR1和klotho的结合。该复合物通过抑制磷酸钠协同转运蛋白（NPT2a/c）调节肾脏中的磷酸盐吸收。FGFR1在这一过程中的作用得到证实，因此，开发FGFR2特异性和FGFR3特异性抑制剂有望避免或降低这种不良反应的发生率。FGFR抑制性单克隆抗体在靶向FGF/FGFR信号的生物制剂中，bemarituzumab是目前正在III期试验中评估的唯一药物。bemarituzumab是一种人源化抗FGFR2b抗体，其抑制FGF7、FGF10和FGF22的结合，从而抑制癌细胞中配体诱导的FGFR2b信号传导，并且由于修饰的Fc结构域对自然杀伤细胞上的人FcγRIIIA受体的亲和力增加，因此具有诱导抗体依赖性细胞介导的细胞毒性（ADCC）的能力。在一项涉及晚期FGFR2b过表达胃和胃食管交界腺癌（GEA）患者的I期试验中，bemarituzumab单药治疗显示出可接受的耐受性，ORR为18%（5/28）。随后，在携带FGFR2扩增或FGFR2过表达的GEA患者的II期FIGHT试验中，将bemarituzumab与mFOLFOX6（包括氟嘧啶、亚叶酸和奥沙利铂）联合测试。bemarituzumab联合化疗组和安慰剂联合化疗组患者的ORR分别为53%和40%，mPFS分别为9.5个月和7.4个月（P=0.073)。bemarituzumab的其他几项试验，包括评估bemarituzumab联合mFOLFOX6加(NCT0511626) 或不加(NCT050252801) nivolumab在先前未经治疗的晚期GEA患者中的研究正在进行中。新型FGFR靶向疗法蛋白水解靶向嵌合体（PROTAC）、嵌合抗原受体（CAR）T细胞、抗体偶联药物（ADC）、放射免疫偶联物（RICs）和可溶性受体是能够靶向FGF–FGFR信号级联的潜在新治疗模式，其中一些已经或正在临床试验中进行测试。PROTACPROTAC具有双重部分，使其能够与靶蛋白和E3泛素连接酶相互作用，从而诱导靶蛋白的泛素化介导的蛋白酶体降解。LC-MB12是一种基于infigratinib的PROTAC，能够优先降解FGFR2，并抑制表达TEL–FGFR2融合的Ba/F3细胞和FGFR2扩增的SNU16癌细胞的增殖。相比之下，DGY-09-192是另一种基于 infigratinib的PROTAC，旨在募集von Hippel–Lindau蛋白（VHL），从而优先降解FGFR1和FGFR2。这些药物目前仍处于临床前开发阶段。CAR-T细胞由于PAX3–FOXO1的下游作用，FGFR4在儿科横纹肌肉瘤中普遍过表达。然而，N535K和V550L等耐药性突变通常在治疗前出现，这可能会限制小分子抑制剂的有效性。因此，研究人员开发了靶向FGFR4的CAR-T细胞，如RJ154-HL和3A11，具有不同的靶向FGFR4的scFv。目前，靶向FGFR的CAR-T细胞也仍处于临床前开发阶段。基于抗体的药物Aprutumab是一种全人源抗FGFR2抗体，它识别FGFR2b和FGFR2c亚型共同N末端区域P23、L27和E29周围的表位，并已被证明能诱导这些变体的内化和运输至溶酶体降解。Aprutumab和bemarituzumab在I期临床试验中均显示出良好的安全性和耐受性。目前，bemarituzumab已作为联合疗法进行II期和III期临床试验，而Aprutumab用于开发ADCs和RICs。Aprutumab ixadotin（前身为BAY-1187982）是具有不可裂解连接子的抗FGFR2 ADC，LY3076226是具有可裂解连接子的抗FGFR3 ADC。然而，测试这两种药物的第一阶段试验(nct22368951)由于耐受性差和活性有限而终止。此外，Aprutumab和抗FGFR3抗体vofatamab分别用于FGFR2靶向的RIC（227Th-Aprutumab，BAY 2304058）和FGFR3靶向的RIC，225Ac-vofatamab（FPI-1966）和111In vofatamab（FPI-1967）。BAY 2304058仍处于临床前开发阶段，而FPI-1966（用于放射免疫疗法）和FPI-1967（用于放射成像）目前正在I/II期试验(NCT05363605)中进行测试，用于表达FGFR3的晚期实体瘤患者。可溶性FGFR受体可溶性FGFR受体，如衍生自FGFR1c的细胞外结构域的FP-1039和衍生自FGFR 3c的细胞外区域的Recifecept，是另一类通过充当诱饵受体来捕获FGFR配体的重组蛋白药物。FP-1039已显示对促有丝分裂FGF配体具有高亲和力，并且在FGFR1扩增的肺癌和FGFR2突变的子宫内膜癌的小鼠异种移植模型中具有抗肿瘤作用。FP-1039在一期试验中具有可接受的耐受性。测试FP-1039与各种化疗联合用药的Ib期试验(NCT01868022) 显示同时接受紫杉醇和卡铂治疗的鳞状非小细胞肺癌患者的ORR为47%，同时接受培美曲塞和顺铂治疗的恶性胸膜间皮瘤患者的ORR为39%。小结目前，小分子FGFR抑制剂和FGFR靶向抗体药物已在临床后期试验中进行开发和测试，其中几种小分子FGFR抑制剂已被批准用于FGFR改变的癌症患者。尽管如此，某些不良事件，如FGFR1脱靶抑制引起的高磷血症和获得性耐药性，仍然限制了这些药物的临床益处。选择性第三代抑制剂，如特异性靶向FGFR2或FGFR3的抑制剂，正在临床开发中，这些药物可能避免或显著降低高磷血症的风险，并可能克服突变介导的耐药性。参考文献：1.FGFR-targeted therapeutics: clinical activity, mechanisms of resistance and new directions. Nat Rev Clin Oncol.2024 Feb 29声明：发表/转载本文仅仅是出于传播信息的需要，并不意味着代表本公众号观点或证实其内容的真实性。据此内容作出的任何判断，后果自负。若有侵权，告知必删！长按关注本公众号   粉丝群/投稿/授权/广告等请联系公众号助手 觉得本文好看，请点这里↓